Bioch : ADN recombinant 4 Flashcards

/09/24 => Le Pabic cours n°4

1
Q

Principe de la vérification rapide par restriction ?

A

Digestion enzymatique par une enzyme de restriction avec un site présent dans l’insert et un site présent dans le plasmide lui même :
=> Où il y l’insert il aura 2 coupures
=> Où il n’y a pas d’insert il n’y en aura qu’une → le plasmide va se linéariser

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2
Q

Principe de la vérification par séquençage (méthode de Sanger) ?

A

=> Permet de déterminer les séquences en
nucléotides par une interruption contrôlée de la réplication.
1) On choisit une amorce pour le séquençage et on initie la synthèse du brin complémentaire de l’ADN à séquencer par l’ADN polymérase 1
2) Synthèse en présence de nucléotides, désoxyribose ET de nucléotides didésoxyriboses → ne sont pas capables de former des liaisons phospho diesters en 3’ → synthèse de la chaîne est bloquée
=> Didésoxyriboses marqués par radioactivité ou par fluorescence afin de permettre la visualisation

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3
Q

Pratique de la méthode de séquençage de Sanger ?

A

1) Prépare 4 milieux réactionnels contenant chacun du didésoxyribose nucléotides
2) Obtient des populations de fragments d’ADN de taille différente en fonction de l’incorporation du didésoxyribose
3) Fait migrer les fragments d’ADN sur un gel de polyacrylamide → séparation en fonction de la taille → didésoxyribose marqués par radioactivité ou par fluorescence

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4
Q

Comment lire un gel de séquençage de Sanger ?

A

On va analyser les différents brins formés sur gel ultra-résolutif => regarde nucléotides par nucléotides
/!\ On commence par celui situé tout en bas (+ petits fragments) et on remonte (+ gros fragments)
/!\ Lecture commence toujours par le 5’
/!\ La séquence qu’on lit sur le gel correspond à la séquence complémentaire du brin d’ADN à séquencer

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5
Q

Principe de vérification par séquençage : automatisation du séquençage ?

A
  • Résultats automatiques, + précis et + simples à lire, très rapide
  • On excite la réaction de séquençage avec 2 longueurs d’ondes ≠ et l’émission de la fluorescence est mesurée à 4 longueurs
  • même technique sauf dNTPs radioactifs sont remplacés par des fluorochromes : A = vert, T = rouge, G = jaune et C = bleu
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6
Q

Avantage de l’automatisation du séquençage ?

A

Permet de faire 1 seule réaction de séquençage en présence des 4 dNTPs

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7
Q

Principe des “récepteurs” qui forment les protéines recombinantes ?

A
  • E. coli ++
  • Dépourvue de protéases
  • Cultivé en grande quantité (fermenteurs)
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8
Q

Problème liés à l’utilisation des bactéries pour la production de protéines recombinantes et sa résolution ?

A
  • Pb : fort taux de croissance + synthèse très importante des protéines recombinantes → C meurent rapidement ce qui limite l’expression des protéines recombinantes
  • Réso : dissocier la phase de croissance (multiplication des bactéries) et la phase d’expression (amplification de la transcription
    du gène)
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9
Q

Quelles sont les contraintes d’utilisation d’un hôte procaryotes pour produire des protéines recombinantes ?

A

● Nécessité d’un promoteur procaryote pour que la bactérie puisse transcrire le gène d’intérêt (vecteur adéquat)
● La bactérie ne fait pas d’épissage : pb évité par une construction à partir d’un ADNc

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10
Q

Avantage de l’utilisation de bactéries pour la production de protéines recombinantes ?

A

Culture facile et croissance rapide des bactéries

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11
Q

Comment est vérifié l’expression des protéines recombinantes ?

A

prélèvement d’un échantillon de l’extrait bactérien + électrophorèse sur gel de polyacrylamide dénaturant SDS

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12
Q

Caractéristiques du gel polyacrylamide ?

A
  • matrice inerte formant beaucoup de liaisons croisées à travers lesquelles migrent les protéines
  • rôle d’un tamis moléculaire
  • taille des pores peut être ajustée
    suivant la taille des protéines que l’on souhaite visualiser
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13
Q

Mise en place de l’électrophorèse sur gel polyacrylamide ?

A

1) Prélèvement d’un échantillon de l’extrait bactérien, supposé contenir nos protéines
2) Dénaturation des protéines par mélange
avec du tampon de charge, et chauffage 5min à 95°C
3) Electrophorèse sur gel de polyacrylamide dénaturant

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14
Q

Caractéristique du tampon de charge (Laemmli) utilisé pour le gel de polyacrylamide ?

A

Contient :
● glycérol : augmente la densité de l’échantillon + facilite son dépôt dans les puits du gel
● colorant : facilite le suivi de la migration des échantillons sur gel et se dire stop quand on veut
● agents réducteurs : destruction des ponts disulfures des protéines (ex : bétamercapto
éthanol, dithiothreitol (DTT) pour que ces dernières puissent migrer correctement
Un détergent anionique souvent c’est SDS (sodium dodécylsulfate) : fixation sur les régions hydrophobes de la protéine, cela provoque alors son dépliement → la protéine est soluble dans la solution de détergent

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15
Q

Relation entre la migration des protéines et leur charges en électrophorèse en condition dénaturante ?

A

Charge intrinsèque de la protéine masquée par les charges négatives du SDS → migration vers le pôle positif lors de l’application d’une tension

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16
Q

Relation entre la migration des protéines et leur tailles en électrophorèse en condition dénaturante ?

A
  • grandes protéines → migrent moins loin car elles sont davantage retenues par le maillage du gel
  • petites protéines vont le + loin
    Les protéines sont fractionnées selon leur masse moléculaire
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17
Q

Intérêt de l’électrophorèse en conditions dénaturante?

A
  • méthode est très puissante
  • Analyses les protéines insolubles dans l’eau, protéines membranaires, protéines de gros agrégats..
  • apporte des informations sur la composition des sous-unités d’un complexe protéique
18
Q

Après électrophorèse en condition dénaturantes, comment détecter les protéines fortement exprimées ?

A

Coloration dans le gel (au bleu de Coomassie ou nitrate d’argent)
=> Détection globale de toutes les protéines fortement exprimées = protéines totales

19
Q

Après électrophorèse en condition dénaturantes, comment détecter les protéines en faible quantité ?

A

Détection par Western Blot : transfert du gel sur une membrane => détection spécifique (1AC spécifique pour 1 protéine donnée)

20
Q

Principe du transfert sur membrane (analyse des protéines) ?

A
  • Papiers buvards correspondent à des membranes de Wattman → technique de sandwich autour du gel pour pouvoir le transférer dans la membrane
  • migration vers la borne positive grâce à un champ électrique
  • Déplacement protéines selon le champ électrique, passent du gel à la membrane →
    transfert pendant ± 2 heures
21
Q

Principe d’un Western Blot ?

A

Reconnaissance spécifique de la protéine qui nous intéresse à l’aide d’un AC dirigé contre cette protéine

22
Q

Déroulé du Westren Blot ?

A

1) Saturation des sites non spécifiques par incubation avec du lait (ou BSA) → limite la liaison des AC sur des sites non spécifiques
2) Incubation avec l’AC primaire spécifique de la protéine : Reconnaissance de la protéine par l’AC
3) Lavages de la membrane
4) Incubation avec l’AC secondaire : reconnaît et fixe l’AC primaire. 1 enzyme est fixée sur l’AC secondaire
5) Lavages de la membrane
6) Révélation du Western Blot : substrat de l’enzyme est ajouté → réaction enzymatique transforme ce substrat en un produit luminescent/ phosphorescent

23
Q

Comment détecter la lumière des protéines après Wester Blot ?

A

détectée sur un film photosensible, ou par une caméra

24
Q

Comment est déterminé la taille des protéines en Western Blot ?

A

Utilisation d’un marqueur de poids moléculaire (en kiloDalton)

25
Q

Utilisation du Southern Blot ?

A

On révèle les ADN sur la membrane à l’aide de sondes d’ADN complémentaires marquées radioactivement

26
Q

Utilisation du Northern Blot ?

A

Séquence de l’ARN étudiée, marquées radioactivement (ou chimiquement)

27
Q

Nature de la révélation du Western Blot ?

A

qualitatif et non quantitatif

28
Q

Pourquoi purifier les protéines recombinantes ?

A

Car elles sont mélangées avec des protéines bactériennes

29
Q

Quantification des protéines recombinantes dans un extrait cellulaire par Western Blot ?

A
  • pas de quantification absolue, ce n’est pas qualitatif
  • données comparatives qualitatives entre différentes conditions
  • gène de ménage souvent utilisé comme référence
30
Q

Quantification des protéines recombinantes dans un extrait cellulaire par dosage ?

A

quantification, méthodes spectroscopiques, immunologiques, enzymatiques

31
Q

Quantification des protéines recombinantes dans un extrait cellulaire par Northern Blot ?

A

=> Indirectement
information sur la quantité d’ARN messager pouvant correspondre à la protéine

32
Q

Comment localiser notre protéine recombinante dans des cellules ?

A

Deux possibilités :
1. Regarder la protéine endogène par immunofluorescence
2. Construire une protéine recombinante fusionnée à une protéine fluorescente
=> observation faite avec un microscope à fluorescence des cellules préalablement fixées souvent au paraformaldéhyde (PAF)

33
Q

Comment sont localisées les protéines recombinantes par immunofluorescence ?

A

=> protéines endogènes
* technique proche du Western blot est utilisée : l’immunofluorescence
* lavages servent à éliminer les anticorps (primaires et secondaires) non fixés

34
Q

Localisation des ARN et ADN ?

A
  • grâce à l’hybridation in situ
  • dans une cellule ou coupe de tissus (FISH)
  • Utilisation d’une sonde fluorescente d’ADN complémentaire de l’ARN ou l’ADN étudié et visualisation sur un µscope à fluorescence
35
Q

Localisation des ADN chromosomiques ?

A

préalablement exposés à un fort pH → détruit les appariements de bases de l’ADN → sonde complémentaire de la région étudiée a alors accès à l’ADN

36
Q

Localisation des ARN ?

A

pas d’exposition à un fort pH pour que l’ADN reste bicaténaire et ne fixe pas la sonde : Fixation douce pour que l’ARN soit conservé dans une forme exposée

37
Q

Exemple de technique permettant de comparer la composition en ARN ?

A

Les puces à ADN permettent de comparer l’ensemble des ARNm présents dans 2 échantillons différents

38
Q

Principe de la chromatographie d’affinité pour les protéines recombinées ?

A

Principe générale de la chromatographie d’affinité mettant en jeu un ARN étiqueté MS2

39
Q

Quelles sont les possibles approche de l’ADN recombinant ?

A

Approche génétique classique : point de départ, des mutants avec un phénotype intéressant, puis recherche des gènes impliqués
Approche génétique inverse : possible de cibler une mutation dans une séquence donnée. Cette version mutante peut être transférée dans une cellule pour son étude

40
Q

Principe de l’approche génétique classique ?

A

Mutagenèse aléatoire → Crible pour identifier un phénotype intéressant → Recherche du/des gènes impliqués

41
Q

Comment est obtenue une version mutée d’un gène ?

A

● Par PCR mutagène (PCR en présence d’un déséquilibre entre les différents nucléotides
et d’un tampon différent) → mutations aléatoires dans la séquence
● Par mutagenèse dirigée : PCR avec des amorces particulières → insertion d’une mutation à un endroit précis