Module 4 : La structure primaire des protéines Flashcards
Associez le terme à la définition correspondante.
- Molécule formée d’une ou plusieurs chaines polypeptidiques.
- Type de lien covalent liant 2 acides aminés.
- Molécule formée de 2 acides aminés liés par un lien covalent.
- Peptide formé par la liaison séquentielle de plus de 20 acides aminés.
Polypeptide - Nom donné à un acide aminé une fois inclus dans un polymère.
- Protéine
- Peptidique
- Dipeptide
- Polypeptide
- Résidu
Notez bien que lorsqu’une protéine ne contient qu’une chaine polypeptidique, elle peut aussi être appelée polypeptide.
Lequel de ces peptides aura la plus grande absorbance à 280 nm?
A. AWFTPGRED
B. QLGFTLDGY
C. AVLIGTSMC
D. SVWDFGIWA
D. SVWDFGIWA
Les acides aminés aromatiques (F, Y et W) ont la capacité d’absorber les rayons ultraviolets.
Parmi les techniques suivantes, lesquelles sont fréquemment utilisées pour purifier les acides aminés et les protéines?
A. HPLC B. Chromatographie par échange d'ions C. Dégradation d'Edman D. Électrophorèse E. Résonnance magnétique nucléaire (RMN) F. Spectrophotométrie
A. HPLC
B. Chromatographie par échange d’ions
La chromatographie par échange d’ions et le HPLC permettent de purifier les acides aminés. L’électrophorèse peut également être utilisée, mais cela est moins fréquent.
Lors de la séparation des acides aminés par chromatographie sur colonne d’échange anionique, dans quel ordre seront élués les acides aminés suivants?
- Arginine
- Aspartate
- Alanine
- Arginine
- Alanine
- Aspartate
La résine d’une colonne anionique est chargée positivement; les acides aminés chargés négativement interagissent plus fortement avec la résine et seront élués en dernier (capsule 4.1).
Au pH physiologique :
- L’alanine porte une charge + (α-NH3+) et une charge – (α-COO-)
- L’arginine porte 2 charges + (α-NH3+ et R-NH3+) et une charge – (α-COO-)
- L’aspartate (acide aspartique) porte une charge + (α-NH3+) et 2 charges – (α-COO- et R-COO-)
L’arginine sera éluée en premier parce que ces 2 charges positives créent la plus forte répulsion avec la colonne. Ensuite, ce sera l’alanine. Finalement, l’aspartate sera élué en dernier car elle possède 2 charges négatives qui peuvent interagir avec la résine, c’est pourquoi cet acide aminé est lié plus fortement à la colonne.
Sachant que l’albumine à un pI de 4,9, quelle type de colonne utiliseriez-vous pour purifier l’albumine à pH 7?
A. Colonne d’échange anionique
B. Colonne d’échange cationique
A. Colonne d’échange anionique
Sachant que l’albumine a un pI de 4,9, on peut déterminer sa charge au pH physiologique :
Si pH < pI, la molécule est chargée +
Si pH > pI, la molécule est chargée –
Comme 7,2 est supérieur à 4,9, on peut déduire que l’albumine est chargée négativement au pH physiologique. Il faut donc utiliser une colonne chargée positivement afin qu’il y ait formation de liens ioniques avec l’albumine et que l’albumine soit « retenue » par la colonne. Par conséquent, on utilise une colonne d’échange anionique. La colonne ne retiendra que les molécules chargées négativement. Par la suite, on lave la colonne pour se débarrasser de toutes les molécules chargées + ou neutres. Colonne d’échange cationique Résine chargée - Lie les cations (charges +) Colonne d’échange anionique Résine chargée + Lie les anions (charges -)
Finalement, pour récupérer l’albumine, on a 2 choix :
Ajouter une forte concentration de sel (comme le NaCl) : les ions Cl- compétitionnent avec l’albumine pour lier les sites chargés de la résine. Puisque la concentration en sel est très élevée et que les ions sont petits, l’albumine est libérée de la colonne.
Modifier le pH de la colonne : en diminuant le pH a une valeur inférieure au pI, on modifie la charge : l’albumine devient chargée +. Par conséquent, elle se détache de la colonne.
Associez chacune des phrases au réactif correspondant.
- Agent d’alkylation réagissant avec les résidus Cys.
- Réactif utilisé pour l’identification de l’extrémité N-terminale.
- Agent réducteur qui coupe des ponts disulfures.
- Réactif utilisé pour couper les polypeptides en petits fragments.
- Iodoacétate
- Phénylisothiocyanate (PITC)
- 2-mercaptoéthanol
- Endopeptidase
Vrai ou Faux. Deux protéines partageant un degré significatif de similarité de séquence sont homologues.
Vrai.
Les définitions des termes homologue, paralogue et orthologue sont données dans votre cahier d’accompagnement (section 4.5).
Vrai ou Faux. Deux protéines ayant la même origine évolutive ont nécessairement la même activité biologique.
Faux.
Les protéines paralogues sont des protéines homologues (similarité de séquence) qui ont des rôles différents.
Vrai ou Faux. Deux protéines homologues qui ont la même fonction dans deux organismes distincts sont orthologues.
Vrai.
Les définitions des termes homologue, paralogue et orthologue sont données dans votre cahier d’accompagnement (section 4.5).
Complétez les phrases suivantes :
Les liens 1 sont des liens amide reliant deux acides aminés. Le lien est formé par la réaction du groupement 2 d’un acide aminé avec le groupement 3 d’un autre, réaction libérant une molécule 4. On obtient ainsi une chaîne linéaire avec une extrémité 5 et une autre 6.
- peptidiques
- α-carboxyle (ou α-amine)
- α-amine (ou α-carboxyle)
- d’eau
- Nterminale
(ou C-terminale) - C-terminale (ou N-terminale)
Quelle est la différence entre la composition et la séquence d’un peptide?
La composition donne le contenu en acides aminés, c’est-à-dire la proportion de
chaque acide aminé, tandis que la séquence donne l’ordre dans lequel ils sont
polymérisés
La technique de relargage ou « salting-out » est utilisée pour purifier les
protéines en utilisant la concentration de sels pour faire précipiter notre
protéine d’intérêt. Pourquoi est-il utile de précipiter ainsi les protéines ?
Suite à la précipitation de la protéine d’intérêt, le culot obtenu peut être solubilisé à
nouveau dans un plus petit volume de solvant (tampon), ce qui permet d’obtenir
une solution plus concentrée en protéines. De plus, en augmentant graduellement la
concentration de sels, on peut isoler une série de protéines différentes à partir du
même mélange protéique (voir capsule 4.1).
Vous utilisez la technique de relargage (salting-out) afin de purifier la protéine X (pI = 5) d’un mélange protéique à pH 7. Que pourriez-vous faire en
plus d’augmenter la concentration en sels afin de maximiser la précipitation
de votre protéine cible?
Vous pouvez ajuster le pH au pI de la protéine cible, car la solubilité de la protéine
est à son minimum à ce pH (charge nette = 0, donc moins soluble). Il vous faudrait
donc ajouter un acide jusqu’à l’obtention d’un pH de 5.
Quelle méthode est fréquemment utilisée pour estimer la concentration d’une protéine en solution?
La spectrophotométrie UV ou la spectrophotocolorimétrie. Lorsqu’on connaît le
coefficient d’extinction molaire de la protéine cible, on peut mesurer directement
l’absorbance de la solution à une longueur d’onde correspondant à la lumière UV
(280 nm) et, par la suite, déduire la concentration de la protéine grâce à la loi de
Beer-Lambert. L’absorption des UV par une protéine dépend de sa composition en
acides aminés aromatiques. Le coefficient d’extinction molaire varie donc d’une
protéine à l’autre.
Lorsque le coefficient d’extinction molaire n’est pas connu, comme c’est le cas pour
un mélange de protéines, on détermine la concentration de protéines en utilisant
une méthode colorimétrique. On compare ensuite l’absorbance de notre solution
avec une courbe étalon construite à partir de dilutions d’une solution protéique
dont la concentration est connue, ce qui nous permet de déduire la concentration de
notre inconnu (voir capsule 4.2).
Nommez 3 méthodes pour évaluer la masse moléculaire d’une protéine.
Laquelle est la plus précise ?
Quatre méthodes présentées dans ce cours permettent de déterminer la masse
moléculaire : la chromatographie d’exclusion, le SDS-PAGE, l’électrophorèse en 2D
et la spectrométrie de masse. La méthode la plus précise est la spectrométrie de
masse (voir capsule 4.2).
