Autres bactéries GRAM - 2 Flashcards

1
Q

(A) Indiquer les principales espèces animales atteintes par Francisella tularensis et les réservoirs

A

Bactérie ubiquitaire
Réservoirs : rongeurs, lagomorphes et tiques
Espèces touchées : lièvres, lapins, rongeurs
Hôtes accidentels : carnivores, ruminants, porcs, chevaux

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2
Q

(A) Citer les particularités de résistance du genre Francisella

A

• Très sensible à la chaleur et à la putréfaction : 3-4 jours dans les cadavres l’hiver
• Plusieurs mois dans l’environnement : eau et sol

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Q

(A) Citer les formes cliniques décrites chez les espèces animales sensibles, notamment le lièvre

A

• lièvres, lapins, rongeurs : tularémie
- évolution aiguë ou subaiguë : « pseudo-peste»
- septicémie, mort en 1 semaine
- lésions hépatiques et spléniques (rate en cigare)
- mortalité importante dans les populations de lièvres
- peu de symptômes visibles hormis parfois animaux apathiques

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4
Q

(B) Décrire la morphologie microscopique du genre Francisella

A

Tout petit bacille à GRAM négatif, immobile, asporulé, souvent encapsulé
aérobie stricte, culture fastidieuse sur milieu enrichi, croissance lente en 2 à 6 jours

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5
Q

(B) Citer les deux principales sous-espèces de F. tularensis responsables de la tularémie et leur répartition géographique

A

Francisella tularensis tularensis : virulence élevée, Amérique du Nord
Francisella tularensis holartica : virulence moyenne, Europe, Asie

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6
Q

(B) Indiquer les principaux modes de transmission de la tularémie

A

Percutanée (petite taille : peut traverser la peau saine, favorisé si lésions)
Muqueuses
Respiratoire : aérosols autopsie, poussières de fourrage
Conjonctivale : éclaboussures projetées dans les yeux
Ingestion : eau contaminée ou viande peu cuite animal infecté
Inoculation : griffure, morsure, arthropodes hématophages (tiques)

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7
Q

(B) Décrire les méthodes générales de diagnostic

A

• Prélèvements : 4°C dans sang, rate, foie, poumons
• PCR (phase aiguë)
• Culture fastidieuse sur milieu enrichi : croissance lente en 2 à 6 jours
• Voie percutanée (souris, cobaye), pour prélèvements polycontaminés (gibier)
• Sérologie (MAT) : à partir de 10-15j Post Infection
• Agent pathogène de classe 3 !! Culture possible uniquement en BSL3

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8
Q

(A) Décrire la morphologie microscopique de la famille des Pasteurellaceae

A

Bacilles GRAM négatifs de petite taille, immobiles, non sporulé, certaines espèces sont capsulées
Croissance sur milieu enrichi (sang) à 37°C, aéro-anaérobie facultatif

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9
Q

(A) Citer la principale espèce de Pasteurella importante en pathologie

A

Pasteurella multocida

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10
Q

(A) Citer les habitats possibles du genre Pasteurella

A

Muqueuses nasales et buccales des mammifères et oiseaux
porteurs sains : chiens, chats, lapins, porcs
Ne survit pas dans l’environnement

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11
Q

(A) Décrire les trois formes d’infections à Pasteurella chez les animaux
(B) Citer les espèces animales atteintes par Pasteurella multocida et le nom des pathologies associées

A

1) Septicémie à évolution foudroyante (forme suraiguë) :
• Septicémie hémorragique des bœufs et des buffles
• choléra aviaire : volailles et oiseaux sauvages, dindes +++

2) Rhinites, pneumonies et broncho-pneumonies :
• Broncho-Pneumonie Infectieuse Enzootique des ruminants (BPIE)
• Rhinite atrophique du porc
• Pneumonie infectieuse des carnivores
• coryza du lapin

3) Affections pyogènes :
• Mammites, abcès, arthrites, encéphalites
• Infections génitales chez males et femelles pour Histophilus somni

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12
Q

(A) Citer les deux agents bactériens impliqués dans la rhinite atrophique du porc

A

Pasteurella multocida et Bordetella bronchoseptica

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13
Q

(A) Expliquer quelle est la principale condition de transmission de P. multocida à l’Homme

A

Pasteurellose d’inoculation : griffures, morsures par carnivores ou lapins

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14
Q

(A) Citer les 3 pasteurelles impliquées dans les surinfections de BPIE

A

Pasteurella multocida
Mannheimia haemolytica
Histophilus somni

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15
Q

(A) Décrire le pouvoir pathogène de Mannheimia haemolytica chez les bovins

A

Possède une leucotoxine associée à la gravité des infections (souvent cas mortels)

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16
Q

(B) Indiquer le support structural des deux antigènes majeurs de Pasteurella multocida et le nom des sérotypes les plus virulents

A

Antigène capsulaire :
- Polyosides simples et protéines
- 5 sérotypes : A,B,D,E,F
- Grande quantité d’acide hyaluronique pour la capsule des A et D

Antigène somatique
- 12 sérotypes O chez P. multocida

17
Q

(B) Décrire les facteurs de pouvoir pathogène du genre Pasteurella

A

1) Capsule : polysaccharidique
- Résistance à la phagocytose et à l’action du complément
- Acide hyaluronique de A et D permet l’adhésion aux cellules épithéliales respiratoires

2) LPS
- LPS complet nécessaire pour le pouvoir pathogène
- Induit réponse inflammatoire

3) Adhésines
- Pili de type 4, adhésion aux épithéliums muqueux

4) Toxines dermonécrotiques : présentes chez certaines souches de A et D
- Mitogène pour ostéoclastes —> Rhinite atrophique par destruction de tissu osseux, n’existe pas chez les souches responsables de choléra, septicémie hémorragique ou pneumonie

18
Q

(B) Indiquer les méthodes générales de diagnostic du genre Pasteurella

A

1) Bactériologie : culture sur milieu enrichi, identification bactérienne et antibiogramme
2) Biologie moléculaire : PCR multiplex pour les BPIE

19
Q

(B) Indiquer les particularités des vaccins contre Pasteurella multocida

A

Vaccins tués, spécifiques de sérotype
Mauvais antigènes —> suspension dense de germes et adjuvants nécessaires
Rappels fréquents car immunité conférée médiocre

  • Porc : en association avec B. bronchiseptica contre rhinite atrophique
  • Veaux : vaccin multivalent (M. haemolytica +/- virus +/- P. multocida +/- H.somni)
  • Volailles : choléra des poules
20
Q

(B) Citer l’agent responsable de pleuropneumonie chez le porc et les signes cliniques de la maladie

A

Actinobacillus pleuropneumoniae
• porcs de 2 à 6 mois
• Mortalité importante, forme parfois suraiguë
• Baisse de croissance des animaux, augmentation âge à l’abattage

21
Q

(B) Citer le nom de la maladie et les signes cliniques associés à l’infection par Actinobacillus ligneresii chez les bovins

A

actinobacillose = langue de bois
- lésions suppuratives chroniques
- pus granuleux caractéristique
- fibrose linguale —> diminution préhension des aliments
- abcès à différentes localisations

22
Q

(B) Citer l’agent responsable du coryza infectieux des volailles et les signes cliniques de la maladie

A

Avibacterium paragallinarum
- Inflammation aiguë de l’appareil respiratoire haut : jetage nasal, râles, détresse respiratoire, conjonctivite, abattement
- pertes économiques importantes

23
Q

(A) Décrire la morphologie microscopique du genre Bordetella

A

Petit coccobacille à GRAM négatif
aérobie stricte
immobile (Bp, Bpp) à mobile par ciliature péritriche dégénérée (Bb, Ba)
non sporulé
Culture sur gélose enrichie sang pour Bb et Ba —> 24 à 48h
milieu de Bordet et Gengou pour Bp et Bpp

24
Q

(A) Citer les habitats possibles du genre Bordetella

A

Commensale des muqueuses respiratoires des mammifères et oiseaux
survie significative dans l’environnement
Transmission par aérosols ou indirecte via l’eau pour Ba

25
Q

(A) Citer l’espèce du genre Bordetella la plus importante en pathologie vétérinaire

A

Bordetella bronchiseptica —> maladies respiratoires

26
Q

(A) Citer les formes d’infections à Bordetella bronchiseptica chez le Chien, le Porc, le Lapin
et le Cobaye

A

Chien : trachéobronchite infectieuse canine = syndrome toux du chenil
Porc : Rhinite atrophique
Cobaye : Portage asymptomatique puis réactivation suite à changement environnement, conséquences désastreuses en élevage, rhinite, trachéite, conjonctivite, évolue en pneumonie et trouble de la reproduction
Lapin : porteur avec rhinite bénigne le plus souvent

27
Q

(A) Indiquer les méthodes générales de diagnostic du genre Bordetella

A

1) Prélèvements : écouvillonnage nasal, lavage trachéal ou broncho-alvéolaire, biopsie du poumon
2) Diagnostic bactériologique : Culture sur gélose au sang (36 à 48h), identification par critères biochimiques
3) Toux du chenil : PCR pour détecter virus et bactéries, mais pas d’antibiogramme

28
Q

(A) Citer les espèces animales vaccinées contre Bordetella bronchiseptica

A

Chiens (+ virus parainfluenza) contre la toux du chenil : voie intranasale vivant atténué, ou sous-cutanée : inactivé
Porcs (rhinite atrophique)
Homme (coqueluche)

PAS DE VACCIN COBAYE

29
Q

(A) Indiquer les facteurs de pouvoir pathogène du genre Bordetella et décrire leur implication dans la pathogénie d’une bordetellose

A

• Transmission par aérosol
• Adhérence aux cils de l’épithélium cilié respiratoire : Adhésines : hémagglutinine filamenteuse, toxines de pertussis domaine B
•Multiplication bactérienne
•Induction d’une ciliostase, production et accumulation de mucus : toxine cytotrachéale et destruction du mécanisme de clairance ciliaire des cellules trachéales
• Destruction des cellules ciliées par les toxines : toxines dermonécrotiques
•Induction d’une réponse inflammatoire locale
• Hyperlymphocytose : surinfections fréquentes (P. multocida +++)
• Action locale : pas de bactériémie !!!

  • échappement à la phagocytose : toxine adénylcyclase-hémolysine
  • Action en synergie des toxines et des adhésines : expression fonction de l’evt, quorum sensing
  • gènes sous la dépendance du locus bvg
30
Q

(B) Citer les localisations d’infections à Bordetella chez la dinde et l’espèce impliquée

A

Bordetella avium
bordetellose : écoulement oculaire, nasal, trachéite, rhinite, dyspnée, bronchopneumonie, détresse respiratoire, mortalité faible

31
Q

(A) Citer l’espèce animale atteinte par Taylorella equigenitalis

A

équidés

32
Q

(A) Décrire le pouvoir pathogène de T. equigenitalis et le nom de la maladie associée
(B) Citer les habitats possibles du genre Taylorella

A

Habitat : tractus génital des chevaux

Métrite contagieuse équine :
- Transmission vénérienne
- Métrite purulente, très contagieuse
- Stérilité temporaire : importance économique
- Étalons porteurs asymptomatiques
- Maladie réglementée soumise à surveillance

33
Q

(B) Décrire la morphologie microscopique du genre Taylorella

A

Bacille à GRAM négatif
Immobile
non sporulé
capsulé
Aéro-anaérobie facultatif
Croissance lente (48h-72h) sur milieu enrichi, atmosphère enrichie en CO2

34
Q

(B) Indiquer les particularités du prélèvement et du diagnostic de laboratoire de l’infection par Taylorella

A

• Vétérinaire sanitaire et laboratoire agrégé
• écouvillonnage fosse clitoridienne ou urétrale
•Mise en culture gélose chocolat —> 7 jours pour négatif
• Immunofluorescence directe —> 2 jours si négatif
• PCR possible