Tema 2 Flashcards

1
Q

Biologia da célula em cultura

A
  • Ambiente
  • Adesão
  • Proliferação
  • Diferenciação
  • Metabolismo
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2
Q

Ambiente de cultura

A

Favorece/condiciona o fenótipo celular
Fatores de influência:
- Substrato, que permite o desenvolvimento de uma matriz extracelular e a adesão a esse (sólido [plástico], semi-sólido [colagénio/agar] ou líquido [suspensão])
- Meio químico e fisiológico
- Meio físico (temperatura, fase gasosa)
- Contacto com outras células (precisam de contacto para se poderem dividir, mas se tivermos uma confluência, ou seja, todo o espaço está ocupado por células temos uma inibição da divisão)

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3
Q

Constrangimentos do ambiente de cultura

A
  • Ausência de fatores de crescimento/hormonas
  • Perda da estrutura 3D
  • Redução dos contactos célula-célula e célula-matriz
  • Favorecimento de crescimento e proliferação, em detrimento da diferenciação e expressão de funções especializadas
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4
Q

Adesão Celular

A

Temos uma superfície , de vidro ou plástico, e temos de fazer um tratamento (pré-tratamento de revestimento de carga — este tratamento dá à superfície uma carga negativa) para que elas possam desenvolver/produzir/secretar a matriz e aderir à superfície carregada.
Adesão celular é mediada por recetores de superfície para moléculas presentes na matriz extracelular

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5
Q

Matriz extracelular

A

É um conjunto de componentes com os quais elas interagem. Existe um equilíbrio no qual as células ligadas à MEC controlam a sua composição e a composição da MEC regula a própria célula
Exemplos:
- colagénio (estrutural)
- glicoproteínas (fibronectina, laminina)
- proteoglicanos
- elastina (estrutural)

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6
Q

Recetores de adesão celular

A

As proteínas ligam-se a recetores como:
- Cell Adhesion Molecules (CAMs) (independentes de cálcio)
- Integrinas, Seletinas e Canderinas (dependentes de cálcio)
Permitindo as ligações entre células. Temos ainda as tight junctions, as junções aderentes e os desmossomas

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7
Q

Para aderir, precisamos…

A
  • Quelantes de Ca+ (EDTA): facilitam a dissociação das proteínas ECM dos recetores celulares
  • Enzimas proteolíticas (ex: tripsina): clivam as moléculas de adesão celular
  • Células que não secretam ECM: revestimento (coating) da superfície de cultura com componentes da ECM, feeder cells, ou ECM já formada
  • A ECM não é igual para todos os tipos de células
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8
Q

Utilização de células para produção de ECM

A
  1. Seeding de células: Nessa etapa, as células são inicialmente colocadas em diferentes formas, como uma monocamada, dentro de um suporte degradável, como uma folha de células ou em um revestimento de suporte.
  2. Deposição de matriz: As células depositam uma matriz extracelular (ECM) ao seu redor. Essa matriz é composta por proteínas e outros componentes que formam a estrutura do tecido.
  3. Decelularização/Devitalização: As células originais são removidas ou desativadas, deixando apenas a ECM. Isso é importante para evitar rejeição quando a matriz é usada em terapias regenerativas.
  4. Uso da matriz derivada de células: A matriz resultante pode ser combinada com meios de cultura e diferentes tipos de suportes, como sintéticos ou biológicos, para aplicações em engenharia de tecidos e medicina regenerativa.
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9
Q

Proliferação

A

Importante conhecer a taxa de divisão das células
Se as células estiverem muito espaçadas, não terão contacto célula a célula e vão se dividir mais lentamente
Se colocar demasiadas células ou deixar proliferar até ao estado de confluência (toda a placa está repleta de células), elas vão parar de proliferar, devido ao Contact Inhibition. Não há mais espaço na monocamada da placa

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10
Q

Confluência

A

Estimativa da área ocupada por células na superfície de cultura
- 100% confluentes (toda a área ocupada)
- 50% confluente
- 70-80% (fase em que temos de as dividir)

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11
Q

Fases de crescimento numa cultura celular

A

1. Fase de Lag — no início, há pouquíssimo aumento no número de células. Isso ocorre porque as células estão a adaptarem-se ao ambiente e não estão a multiplicar ativamente
2. Fase Exponencial (ou Log) — aqui, o crescimento celular é rápido e exponencial. As células dividem-se rapidamente, resultando num aumento significativo na concentração de células por mililitro
3. Fase Estacionária — nesta fase, o crescimento desacelera. A concentração de células atinge um platô, e o número de células permanece relativamente constante. Isso pode ser devido à falta de nutrientes ou à acumulação de produtos metabólicos
4. Fase de Declínio — finalmente, o número de células começa a diminuir. Isso pode ocorrer devido à exaustão de nutrientes, acúmulo de toxinas ou outros fatores adversos

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12
Q

Migração

A

As células aderem e têm a capacidade de migrar na placa, em resposta a sinais químicos. Ela migra estendendo um aparte que forma uma nova adesão e depois contrai e move o corpo, removendo a adesão mais atrás, masi antiga

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13
Q

Diferenciação

A

Processo pelo qual as células se tornam especializadas, passando a ter um papel específico no organismo

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14
Q

Senescência

A

A senescência ocorre com o encurtamento dos telómeros, fazendo com que a célula morra. Outros fatores que contribuem para a senescência são:
- stress oxidativo
- danos DNA
- drogas citotóxicas
- ativação oncogénica

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15
Q

Qual a idade da minha cultura?

A

Para determinar utiliza-se:
- Número de passagem (importante conhecer quantas vezes as células de uma cultura sofreram subcultura
- DIV (days in vitro) ou DEV (days ex vivo)
- Population doublings (pd) — número de vezes que as células de uma população foram duplicadas desde a sua primeira isolação in vitro

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16
Q

Cultura primária

A

A partir de um fragmento de tecido, através de processos de desagregação mecânicos e enzimáticos, para dispensarmos a amostra numa suspensão e células. Colocamos numa placa, com meio de cultura apropriado dependendo do tipo. Esperar que proliferem até que ocupem a superfície da placa toda (confluência), aqui têm de ser subcultivadas pela ação da tripsina, são divididas por transferência para novos recipientes com meio de cultura fresco e passamos a chamar uma cultura secundária

17
Q

Cultura secundária

A

Células são cultivadas a partir de uma cultura primária confluente,
elas podem ser repetidamente subcultivadas por semanas ou meses.

18
Q

Linha celular contínua

A

As subculturas após a cultura primária são a linha celular e estas têm crescimento finito, limite de vida devido à senescência, por isso, têm de sofrer uma transformação para termos uma linha celular contínua (Transformação pode ser espontânea como no caso do cancro ou pode ser induzida).

19
Q

Células transformadas

A

Perdem a inibição contacto (imortal, vão continuar a proliferar desde que tenham as condições essenciais

20
Q

Subcultura: Passagem das células

A

Células humanas incubadora 37ºC, 5% CO2
Células confluentes, visualização ao microscópio.

1º Retirar o meio de cultura
2º Adicionar PBS (lavar o resto do meio e resto de células mortas que lá estejam)
3º Tripsina - quebra as ligações célula a células e célula substrato + EDTA que promove a ação da enzima
4º Colocar uns minutos na incubadora para a tripsina atuar e desprender as células —SUSPENSÃO (observar ao microscópio)
5º Tubo centrifuga ʹ para as depositarmos sem as quebrar para podermos remover o meio de tripsina, para as células poderem produzir MEC e aderirem
6º Colocar meio de cultura novo, homogeneizar
7º Dividir para outras placas, o número de placas que queiramos de acordo com a taxa de divisão celular (normalmente esta taxa é conhecida dependendo da linha celular que estamos a trabalhar, se formos nós a criar uma linha celular temos de acompanhar o crescimento e ir fazendo contagens de células para determinarmos esta taxa de divisão e sabermos quando temos de subcultivar as nossas células).
OU tripsina, abanamos a placa e depois removermos logo a tripsina, ainda fica lá tripsina durante o período de incubação e a fazer a sua ação, ficamos com células resuspendidas, adicionamos o meio e passamos para outras células.

21
Q

Linha celular contínua — vantagens e desvantagens

A

Vantagens:
- propagação elevada
- dependência de soro induzido
- capacidade de crescer em suspensão
- eficiência de clonagem elevada
- homogeneidade
- capacidade de congelação
Desvantagens:
- seleção de células adaptadas a cultura
- grande instabilidade dos cromossomas
- perda de marcadores específicos de tecido (indiferenciação)
- morfologia alterada

22
Q

Origem do tecido/células

A

*Tecido adulto:**
- menor fração de crescimento
- alta concentração de células especializadas
- matriz extracelular mais diferenciada
- a iniciação e propagação são mais desafiantes
- tempo de vida mais curto
Tecido embrionário:
- maior proporção de células em crescimento
- muitas células precursoras
- tempo de vida mais longo
- células manos diferenciadas

23
Q

Cultura de Órgão

A
  • Mantém a arquitetura e as interações celulares do órgão, permitindo estudos da função e resposta a esse nível
  • Difícil de manter por longos períodos e requer condições específicas para cada órgão
  • Estudos de farmacologia, fisiopatologia
    Explante: fragmento de tecido ou órgão
  • Parecido com o anterior, mas menos complexo
  • Pode perder a organização estrutural original e tem limitações quanto a proliferação celular
  • Estudos de regeneração, desenvolvimento e diferenciação celular
24
Q

Co-cultura

A
  • Separação física entre tipos celulares diferentes
  • Há comunicação intercelular através de fatores solúveis
  • Não há interação célula-célula nem célula-substrato
25
Q

Cultura mista

A
  • quando na mesma cultura está presente populações de organismos diferentes
  • há interação célula-célula e célula-substrato
  • não há interação intercelular por fatores solúveis
26
Q

Cultura com meio condicionado por outras células

A
  • há comunicação intercelular por fatores solúveis
  • não há interações célula-célula nem célula-substrato
  • custo inferior ao da co-cultura
27
Q

Vantagens da Cultura de Células

A
  • Controlo do ambiente de cultura
    » pH
    » temperatura
    » pressão osmótica
    » O2 e CO2
    » suplementos do meio de cultura
  • Caracterização e homogeneidade da amostra (depois de 1 ou 22 passagens as linhas celulares cultivadas tornam-se homogéneas)
  • Economia: menor quantidades de amostra para testes (o acesso direto dos reagentes às células permite usar volumes reduzidos
  • Facilidade de manipulação genética ou farmacológica
  • Redução da experimentação animal
28
Q

Desvantagens da Cultura de Células

A
  • Elevada especialização
    » técnicas de cultura assépticas e complexas
    » compreender o sistema para ser capaz de diagnosticar e resolver algum problema que surja
  • Quantidade de massa celular produzida é baixa
    » máximo por lote:
    i. 2-3 pessoas → 1-10g de células
    ii. > 5 pessoas → 10-100g de células
    iii. indústria → >100g de células
  • Custo
  • Desdiferenciação e seleção
    » perdem-se características fenotípicas e ocorre sobre-crescimento de células indiferenciadas
    » o desenvolvimento de meio sem soro tornou possível o isolamento de linhas celulares específicas
  • Instabilidade genética
29
Q

Outras desvantagens de sistemas de cultura

A
  • geometria 3D em substrato 2D
  • limitação dos tipos celulares presentes na cultura
  • perda das relações histológicas do tecido
  • ausência de componentes de regulação homeostática (sistema nervoso e endócrino)
  • metabolismo celular constante e controlado, que não reflete o que se passa in vitro