Technique De Biomol 4 Et 5 Flashcards

1
Q

L’expression des gènes donne lieu à quoi?

A
  • La différenciation cellulaire
  • Le développement
  • La complexité phénotypique des espèces vivantes
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Q

L’expression des gènes est affecté par quoi?

A
  • Le profil épigénétique dans la cellule en question
  • Le métabolisme cellulaire
  • Les mutations
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3
Q

L’étude du profils d’expression génétique permet quoi?

A
  • Comprendre les phénomènes physiologiques et physiopathologiques
  • De mettre en valeur de fonctions spécifiques à un tissus, une condition
  • la médecine personnalisée
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4
Q

L’ensemble de la distribution de l’expression des gènes constitue quoi?

A

Son profil d’expression

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5
Q

Qu’est-ce qu’un profil d’expression génique?

A

Le profile d’expression des gènes est une image captée de manière instantannée, au niveau moléculaire. Il représente la distribution de l’expression d’un ensemble de genes pour une ou plusieurs conditions.

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6
Q

Qu’est-ce qu’un échantillon de référence?

A

Un échantillon de référence est utilisé pour obtenir une mesure des niveaux “normaux” d’ARN dans un état que l’on définit comme étant “normal” (le contrôle)

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7
Q

Quels sont les éléments essentiels pour définir un profil d’expression génique?

A
  • Un échantillon de référence
  • Des gènes de référence interne
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8
Q

Que permettent les gènes de références internes?

A

Permet de determiner les niveaux d’expression des gènes qui ne devraient pas varier dans les différents échantillons. Ces niveaux d’expression serviront de niveaux de base afin d’effectuer une normalisation des valeurs dans les échantillons expérimentaux pour comparaison

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9
Q

Qu’est-ce que le Nothern Blots?

A

Permet de determiner la taille de l’ARN et des variants d’épissage alternatifs d’un gène

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10
Q

Quels sont les étapes du Nothern Blot?

A

1- Isolation de l’ARN totale ou Poly(A)n-positive
2- Migration sur un gel dénaturant d’agarose (avec formaldehyde pour séparer les tailles d’ARN)
3- Transfert sur membrane (nylon, sous vide)
4- Cible d’ARN est détectée par hybridation avec sonde radiomarquée (a-P32) complémentaire
5- L’ARN ayant hybridé avec la sonde radiomarquée sur la membrane est détectée par autoradiographie. L’intensité du signal resultant est proportionnel à la quantité d’ARN présent dans l’échantillon

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11
Q

Comment interprète-t-on le signal dans la technique du Nothern Blot?

A

Comparaison des signaux provenant de deux ou plusieurs populations de cellules ou tissus en :
- Observant les différences dans les niveaux d’expression des gènes
- Mesure de l’abondance des ARNm
- Mesure de la taille des ARNm

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12
Q

Quel est le but de la normalisation des données?

A

Le but de la normalization est d’éliminer toute difference apparente causée par le transfert inégal des ARN sur la membrane ou les quantités inégales d’ARN chargées sur le gel

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13
Q

Quels sont les avantages de la technique Nothern Blots?

A
  • Protocols bien établis
  • Sensible sur une large plage de tailles
  • Largement utilisée
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14
Q

Quels sont les inconvénients de la technique Nothern Blots?

A
  • Radioactif
  • Moins précis que technique plus moderne
  • Alternative non radioactive
  • Se limite à la détection d’ARN précis connu
  • Ne permet pas la découverte de nouveaux gènes différenciellement exprimés entre les échantillons
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15
Q

Que permet la technique essai de protection à une nucléase?

A

Permet de révéler la presence d’ARN de sequences connues (même si presents en faibles quantités) dans un échantillon hétérogène d’ARN extrait des cellules

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16
Q

Quels sont les étapes de la méthode d’essai de protection à une nucléase?

A

1- L’ARNm est dabord extrait des cellules
2- L’ARNm est mélangé avec un ARN anti- sense ou des sondes d’ADN complémentaires à la sequence d’intérêt.
3- Les brins complémentaires s’hybrident pour former l’ARN double-brin ou un hybride ARN- ADN.
4- L’ajout de la ribonuclease (Rnase) S1 ou RNAse A clive spécifiquement les simples brins d’ARN et laisse intact les ARN double brin formés entre l’ARNm d’intérêt et la sonde
5- Les ARN non-hybridés (donc non protégés) sont degradés en petits oligomères puis en nucleotides individuels
6- Les fragments d’ARN intacts sont ceux qui sont complémentaires à la sonde, donc représentent les ARNm d’intérêt
7- Les fragments sont précipités (phenol- chloroforme) et migrés par gel d’agarose
8- La quantité de sonde est proportionnelle à la quantité d’ARNm cible dans la population d’ARN totale

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17
Q

Quelles sont les avantages de la technique d’essai de protection à une nucléase?

A
  • Peut distinguer et quantifier des ARN ayant de fortes homologies de séquence
  • Méthode rapide pour quantification directe
  • Permet l’analyse d’ARN peu abondants: pouvoir suppérieur de détection
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18
Q

Quels sont les inconvénients de la technique d’essai de protection à une nucléase?

A
  • Utilise des sondes radioactives (voir alternatives de remplacement)
  • Méthode ciblée qui se limite à la detection d’ARN précis connus (non haut-debit)
  • Ne permet pas la découverte de nouveaux gènes différentiellement exprimés entre les échantillons
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19
Q

Qu’est-ce que la technique SAGE?

A

Permet de générer des fragments de transcrits d’ARNm disposés en série pour un échantillon donné

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20
Q

Quelles sont les étapes de la méthode SAGE?

A

1- Isolation de l’ARN
2- Synthèse de l’ADNc via des amorces oligodT-supportées par des billes magnétiques porteurse de biotine
3- Digestion de l’ADNc avec l’enzyme de restriction NiaIIII pour générer des extrémités 3’-cohésives
4- Ligation des extrémités 3’-digérées avec des adaptateurs ou linkers
5- BsmF1 coupe à 10 pB du site NiaIII, soit le site indiqué par TE, ce qui génère des fragments de 10-14 pb, appelées TAG, avec des extrémités d’ADNc dits blunts ou franches
6- Ligation des TAG, appelées aussi DiTAG
7- Digestion des TAG avec NiaIII
8- Ligation et formation de concaténers grace au portions GTAC extrémités cohésive

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21
Q

Quels sont les avantages de la méthode SAGE?

A
  • Méthode très sensible pour de petites quantités d’ARN (amplification)
  • Évite l’utilisation de sondes radioactives
  • Se rapproche d’une technique à haut debit (non-ciblée)
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22
Q

Quels sont les inconvénients de la méthode SAGE?

A
  • La petite taille des tag peut rendre difficile l’assignation des séquences (1/N4) (complexité des tag)
    -Méthode requérant plusieurs étapes
  • Méthode requérant une grande précision de séquençage
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23
Q

Qu’est-ce que la méthode PCR?

A

Permet de quantifier précisément l’abondance d’ARN dans un échantillon donné

24
Q

Quels sont les avantages de la méthode PCR?

A
  • Méthode très sensible pour de petites quantités d’ARN (amplification)
  • Évite l’utilisation de sondes radioactives
  • Méthode quantitative
25
Q

Quels sont les inconvénients de la méthode PCR?

A
  • Méthode ciblée qui se limite à des ARN précis et connus recherchées (non haut- debit)
  • Ne permet pas la découverte de nouveaux gènes différentiellement exprimés entre les échantillons
26
Q

Qu’est-ce que la méthode d’hybridation in Situ?

A

Permet de détecter l’expression d’un gene particulier dans des cellules ou des tissus intacts à l’aide d’une séquence complémentaire connue (sonde).

27
Q

Quelle est la différence entre l’ISH et l’IHC?

A

L’ISH localise les ARN dans un tissus et diffère de l’immunohistochimie (IHC) qui localise généralement les
protéines dans les coupes de tissus

28
Q

Quels sont les avantages de la méthode d’hybridation In situ?

A
  • Permet la detection des ARN dans un contexte de tissus intact (architecture du tissus). Conserve un aspect de distribution spatiale.
  • Évite l’utilisation de sondes radioactives
  • Donne de l’information sur la distribution des ARN d’intérêt à travers le tissus
29
Q

Quels sont les inconvénients de la méthode In Situ?

A
  • Moins sensible si l’ARN est en petite quantité
  • Méthode longue requérant des instruments spécialisés
  • Nécessite la stabilité de l’ARN
  • Requiert la connaissance du gène recherché: Méthode non haut-débit , ne permet pas la découverte de nouveaux gènes différentiellement exprimés.
30
Q

Qu’est-ce que l’hybridation à micropuces d’ADN?

A

Permet d’analyser le niveau d’expression des gènes dans une cellule, un tissu, un organe, un organisme ou encore un mélange complexe, à un moment donnée et dans un état donné rapport à un échantillon de référence

31
Q

Dans l’hybridation de l’AD, à quoi compare-t-on les ARNm ?

A

Un étalon et un échantillon d’intérêt

32
Q

Quels sont les étapes de l’hybridation à micropuces à ADN?

A

1- Les ARNm des deux échantillons à comparer (un étalon, et un échantillon d’intérêt) sont transformés en ADN complémentaires (ADNc) par la technique de rétrotranscription.
2- L’ADNc est marquée par un colorant: soit la Cyanine3 (fluorochrome vert) soit la Cyanine5 (fluorochrome rouge).
3- Les ADNc étalon et d’intérêt sont mélangés
4- On met ensuite les ADNc mélangés sur une puce sur laquelle des fragments d’ADN sont imprimés
5- Chaque point (ou spot) de la puce est analysé individuellement par un scanner à très haute resolution, à la longueur d’onde d’excitation de la Cyanine3 et de la Cyanine5.

33
Q

Quels sont les avantages de la techniques d’hybridation à micropuces à ADN?

A
  • Étude simultannée des profiles d’expression de plusieurs milliers de genes (haut debit)
  • Les données sont cumulables entre les puces
  • Permet l’étude comparative directe des groupes de gènes qui affichent des comportements différents dans une situation biologique donnée
34
Q

Quels sont les inconvénients de la méthode d’hybridation à micropuces à ADN?

A
  • Technique nécessitant d’importantes étapes d’optimisation
  • Équipement de départ au coût relativement élevé
  • Très large volume de données obtenues rapidement qui nécessite un traitement informatique et statistique important
35
Q

Quelles sont les différentes couleurs que l’ont peut observer dans la méthode par micropuces à ADN?

A
  • Rouge : ARN présent en plus grande abondance dans l’échantillon Cy5
  • Vert : ARN présent en plus grande abondance dans l’échantillon Cy3
  • Jaune :ARN present de façon équivalente dans les deux échantillons
  • Noir : ARN non présent dans aucun des échantillon
    -Blanc : signal saturé dans les deux échantillons (non utilisé dans l’analyse)
36
Q

Quelles sont certaines utilisations de la méthode de micropuces à ADN?

A
  • Détection d’expression différentielle de groupes de genes dans des cellules mutantes
  • Analyses des voies biologiques affectées dans l’échantillon expériemental (fonction)
  • Détection d’expression différentielle de groupes de gènes
  • Détection des polymorphismes (SNP)
37
Q

Comment fonctionne la méthode de Maxam Gibert?

A

Basée sur la degradation chimique de l’ADN différentielle pour chacune des 4 bases (A,T,C,G). Constitue des coupures spécifiques. En reconstituant les coupures, on peut remonter à la sequence des nucleotides de l’ADN correspondant

38
Q

Quelles sont les principales étapes de la méthode de Maxam Gibert?

A

1- Isolement du fragment d’ADN à séquencer et séparation de brins
2- Marquage : les extrémités des deux brins d’ADN à séquencer sont marquées par une traceur radioactifs
3- Modifications chimiques spécifiques

39
Q

Quel gel est utilisé pour la méthode Maxam Gibert?

A

Gel acrylamide

40
Q

Comment fonctionne la méthodologie de Sanger?

A

Le fondement du séquençage de Sanger est l’incorporation aléatoire de terminaisons de chaînes les ddNTPs pendant la synthèse d’ADN au lieu des dNTP. Ceci empêchera la polymération de l’ADN suivant le ddNTP ajouté.Tous les fragments d’ADN marqués seront ensuite triés par taille, de sorte que la séquence sera déterminée par le dernier nucléotide incorporé

41
Q

Quels sont les avantages de la techniques de séquençage de Sanger?

A
  • Bonne approche pour verification de courtes séquences et en mutagénèse
  • Très faible coût pour lecture d’une courte séquence
  • Bonne précisions
  • Ne nécessite pas d’appareils trop coûteux
  • Demeure très utilisé pour de petites sequences et la validation du Next Gen
42
Q

Quels sont les inconvénient de la technique de séquençage Sanger?

A
  • Connaissance requise d’une partie de la sequence pour obtenir les amorces
  • Difficulté à sequencer de longues sequences répétées (homopolymères)
  • Longueur limité de lecture par séquençage
  • Devient coûteux pour sequencer de longues sequences (nécessite plusieurs réactions)
  • Manipulation d’acrylamide et radioactivité si analysé sur gel
  • Requiert beaucoup de temps pour une séquence de quelques centaines de paires de base
43
Q

Quels sont les 4 éléments nécessaire à la technique de pyroséquencage?

A
  • Polymérase
  • Sulfurylase
  • Luciferase
  • Apyrase
44
Q

Quelles sont les 4 étapes de séquençage illumina?

A
  • Préparation de l’échantillon
  • Préparation du “cluster”
  • Séquençage (par synthèse, fluorescence)
  • Analyse des données
45
Q

Est-ce que c’est nécessaire de préparer une librairie d’ARN pour le séquençage nano pore (e3 génération)?

A

Non, car ARN et ADN séquencé directement

46
Q

La technique de séquençage Ch
IP-Seq permet quoi?

A

Permet de mesurer les interactions entre les protéines et l’ADN (génomique)

47
Q

Que permet d’identifier la technique ATAC-Seq?

A

Résultats du ATAC-seq permettent d’idientifer les regions actives. (accessibles) de la chromatine Mais ne permet pas de savoir quelle modification de la chromatine ou quel facteur de transcription s’y trouvent

48
Q

Qu’est-ce que l’approche ShotGun?

A

Ce type de séquençage consiste à fragmenter le génome et de le séquencer de mani;re ask.atiure

49
Q

Que permet les GWAS?

A

Le séquençage d’ADN génomique et de cDNA nous permet d’identifier les SNp à travers les génomes de diff.rents individus. On peut associer ces SNP avec certaines maladies

50
Q

Qu’est-ce que la technique de pyroséquencage?

A

De l’ADN est amplifié à l’intérieur d’un support lipidique. Suivant la PCR par émulsion, chaque bille est recouvertes de plusieurs copies d’ADN amplifiées. Par la suite l’ADN amplifier est lié à un autre type de billes couplées à la luciférase et la sulfurylase. Ajout de la polymérase et des dNTPs, et à chaque nucléotides ajoutés une réaction de sulfurylase-luciférase se produit ce qui émet de la lumière

51
Q

Comment se produit l’émission de lumière dans la technique de pyroséquencage?

A

Lorsqu’un nucléotides est incorporé dans le brin pour l’élongation, il libère un pyrophosphate. L’ATP-sulfurylase vient alors transformer ce PPi en ATP, qui sera utilisé par la luciférase. Cela produira un signal luminescent. Une apyrase dégradera les nucléotides en surplus

52
Q

Comment fonctionne le séquençage Ion Torrent?

A

L’ADN fragmenté est attaché à des billes qui sont placées dans une des cavités d’une micropuces. Elles sont submergés successivement d’une solution contenant des dNTP. L’ajout des nucléotides relâche un protons H+ qui crées un courant détecté en temps réel

53
Q

Comment fonctionne le séquençage nanopore?

A

Détection de la séquence requiert une perturbation du courant ionique par chacune des bases

54
Q

Quel est un avantage de la méthode de séquençage Nanopore?

A

Permet la lectures de longues séquences avec une grande précision

55
Q

Quelle méthode a été utilisé pour complété le séquençage du génome humain lors du consortium T2T?

A

Méthode de séquençage Nanopore

56
Q

Qu’est-ce qu’on ajoute à la chromatine dans la technique de séquençage ChIP-Seq?

A

LA chromatine est mise en présence de billes magnétiques conjuguées à un anticorps spécifique pour la protéine d’intérêt