Biochemische Differenzierung Flashcards
Ammenphänomen
Dieses Phänomen wird auch als Ammenwachstum bezeichnet;
dabei wird das Wachstum eines Bakteriums in Abhängigkeit eines zweiten beobachtet.
Häufig wird Staphylococcus aureus als „Amme“ auf eine Blutagarplatte aufgetragen, durch die hämolysierende Wirkung des Erregers wird Hämin (“Faktor X”) aus den Erythrocyten freigesetzt, zusätzlich wird NAD+ (“Faktor V”) durch S. aureus abgegeben.
Beide Komponenten sind essentiell für das Wachstum von Bakterien der Gattung Haemophilus, deshalb wächst z.B. H. parasuis nur nahe der Hämolysehöfe von S. aureus.
Auch über Wachstum auf Kochblutagar lässt sich die Abhängigkeit von den beiden Wachstumsfaktoren beobachten (s.u.)
Bsp: Haemophilus parasuis wächst nahe des Ammenstammes (Staphylococcus ssp.), der als gerader Strich aufgetragen wurde. Mit stärkerer Entfernung vom Staphylokokkenstamm, wird das Wachstum schwächer.
Äskulin - Test (Äskulin-Hydrolyse)
Äskulin (Glycosid der Rosskastanie) wird im positiven Fall in Äskuletin und Glukose gespalten. Äskuletin wiederum bildet dann mit Eisen-Ionen (Zusatz von Eisen-Ammoniumzitrat zum Medium) schwarze Komplexe.
Bsp: E. faecalis:
- rechtes Röhrchen: unbeimpft bzw. negativ für Streptokokken-Spezies
- linkes Röhrchen: positive Äskulinspaltung als deutliches Differenzierungsmerkmal für E. faecalis
Mir etwas besser gefallender Text von Wiki:
Einige Bakterienarten, größtenteils aus der Gruppen der Nonfermenter, sind im Stande, mit der von ihnen gebildeten β-Glucosidase Äskulin hydrolytisch in Glucose und Äskuletin zu spalten. Das Äskuletin bildet mit dem Eisen(III)-Ionen der später hinzugegebenen Testlösung eine schwarze Komplexverbindung, welche eine positive Reaktion anzeigt.
Anaerobe Mannit- Verwertung
Das zu prüfende Isolat wird in ein Mannit und Nährmedium enthaltenes Röhrchen inokuliert76. Durch Überschichtung mit flüssigem Paraffin werden anaerobe Verhältnisse geschaffen (Das Paraffin dichtet ab). Anschließend wird die Probe 24 h bei 37 °C inkubiert.
Ein Farbumschlag von rot nach gelb (Säuerung des Mediums) beweist den anaeroben Mannitabbau. Das geschieht deshalb, weil hier Phenolrot als Indikator enthalten ist. Dieses ist im sauren gelb. Eine Verstoffwechslung von Mannit führt zu einem sauren Millieu.
Assimilationstest
Es handelt sich um einen Test zur Differenzierung von Hefen.
Man möchte dabei testen ob die Hefen in der Lage sind, bestimmte KH oxidativ zu verwerten.
Der Test ist eine Karte mit Vertiefungen, in denen unterschiedliche KH vorhanden sind. Eine Suspension der Hefen wird aufgetragen. Nach einer bestimmten Zeit liest man ab, ob es zu einer Trübung kam in dem Bereich kam → Bei einer Trübung sind die Hefen in der Lage die KH zu verstoffwechseln.
Es werden so im Miniaturformat verschiedene KH getestet.
Argininhydrolyse
Der Abbau von Arginin bewirkt einen pH-Anstieg, der durch Farbumschlag eines pH-Indikators nachgewiesen wird. Der Indikator ist Phenolrot, welches sich bei alkalischen Bedingungen rot färbt. Wenn der pH-Wert steigt, wird von einem positiven Fall gesprochen, weil sich der pH-Wert bei Verstoffwechslung einer AS ins alkalische bewegt.
Bedeutung: Der Test wird unter anaeroben Bedingungen (Beschichtung mit Paraffin) zur Differenzierung von S. pseudintermedius und S. intermedius verwendet.
S. pseudintermedius kann gegenüber S. intermedius Arginin abbauen und zeigt eine positive Reaktion durch einen Anstieg des pH-Wertes, wodurch ein Farbumschlag von gelb zu rot (rechtes Röhrchen) stattfindet.
Beweglichkeit
Die Beweglichkeit von Bakterien kann sowohl im Nativpräparat77 als auch mittels Stichbeimpfung halbfester Nährmedien (ca. 0,3 % Agar), z.B. Hitchens Agar, geprüft werden.
Im positiven Fall kann ausgehend vom Stichkanal eine durch diffuse Trübung gekennzeichnete Durchdringung des Mediums beobachtet werden. Die Bekterien bleiben also nicht nur im Stichkanal sonder wandern aus diesme hinaus.
Besonderheit bei Listerien:
- „Schirmchenbildung“
- außerdem: Flagellen werden zumindest hier nur bei niedrigen Temp. exprimiert
Im Nativpräparat kann die Beweglichkeit auch mittels Phasenkontrast- sowie Dunkelfeldmikroskopie beurteilt werden. Dabei ist es wichtig, dass die Keime eine Eigenbewegung besitzen, und dieses nicht mit Strömungsartefakten der Flüssigkeit verwechselt wird, so dass die Beurteilung im Nativpräparat besonders für ungeübte Personen mit Vorbehalt zu betrachten ist.
CAMP-Phänomen
(Christie, Atkins, Munch-Petersen) Der zu untersuchende Stamm wird jeweils senkrecht zu einem hämolysierenden Staphylococcus aureus aufgeimpft (ohne dass sich die Impfstriche berühren).
Mechanismus: S. aureus produziert und sezerniert u. a. eine Sphingomyelinase78 (β-Hämolysin). In Verbindung mit den schwachen Hämolysinen von S. agalactiae kommt es zu einer synergistischen Wirkung, dem sog. CAMP-Phänomen (schüsselförmigen Hämolyseverstärkung).
Abb. aus Emibi: Bsp. S. agalactiae: Typische schüsselförmige Ausprägung von S.agalaciae
Vielleicht etwas bessere Informationen von Doccheck:
- Der CAMP-Faktor ist ein Protein, das von Streptokokken der Gruppe B (Streptococcus agalactiae) gebildet wird und eine Kohämolyse mit Staphylococcus aureus bewirkt. Sein Nachweis in der mikrobiologischen Untersuchung wird CAMP-Test genannt und dient im Rahmen der Erregerbestimmung der Identifikation von Streptococcus agalactiae.
Hintergrund:
- Der CAMP-Faktor ist nach seinen Entdeckern (Cristie, Atkins, Munch-Petersen) benannt. Es handelt sich um ein Protein, das an Ceramide der Erythrozytenmembran bindet und dadurch die unvollständige Beta-Hämolyse durch Staphylococcus aureus zu einer vollständigen Hämolyse verstärkt.
- In der Nachbesprechung wurde erwähnt, dass auch ein anderer Staphylokokkus- Erreger statt aureus genutzt werden kann, sofern er beta-Hämolysin besitzt, welches dann den synergistischen Effekt mit dem CAMP-Faktor ermöglicht. Allerdings kann man es dann wahrscheinlich nicht mehr als das klassische “CAMP-Phänomen” bezeichnen.
Außerdem von Bedeutung: CAMP-ähnliches Phänomen bei Rhodococcus equi:
- Der sogn. Equi-Faktor (Phospholipase C) befähigt den Erreger, das β-Hämolysin des Staphylokokken-Stamms zu verstärken
- Die Phospholipase alleine könnte die Membran der Erythrozyten nicht zerstören, aber zusammen mit beta-Hämolysin von S. aureus ist dies möglich
Andere hierzu passende Sache: CAMP-Test bei Clostridium:
- Im Unterschied zu der sonst üblichen Fragestellung wird hier geprüft, ob Staphylococcus aureus mit dem fraglichen Clostridium-Isolat ein CAMP-Phänomen verursacht. unsere zu testenden Clostridien werden also zusammen mit Staphylococcus aureus aufgetragen und es wird geschaut, ob es zu einer Hämolyseverstärkung kommt.
- Bsp: Clostridium perfringens: deutliche Hämolyseverstärkung
Citrat
Die Verwertung von Citrat als einzig verfügbare Kohlenstoffquelle im genutzten Medium resultiert in einer Alkalisierung des Mediums, die durch den Indikator Bromthymolblau angezeigt wird
- positiv: blau mit sichtbarem Koloniewachstum
- negativ: Bleibt grün (Bromthymolblau ist grün bei bei mittlerem
pH-Wert); Da der Erreger Citrat nicht nutzen kann und dies die einzige Energiequelle im Medium ist, ist auch kein Koloniewachstum zu erkennen.
Positiver Citrat-Test:(Ergebnis für Salmonella enterica ssp. enterica: es kann Citrat verwerten (linkes Röhrchen: unbeimpft, rechtes Röhrchen: beimpft)
Clumping-Factor
Der Nachweis erfolgt im Objektträgertest durch Verreiben von 1–2 verdächtigen Kolonien in einem zuvor aufgebrachten Tropfen Kaninchenplasma (EDTA- oder Citratplasma).
Wir benötigen das Kaninchenplasma, weil sich darin das Fibrinogen befinden, welches bei vorhandenem Clumping-Faktor zur reaktion führt:
Im positiven Fall (Reaktion des Clumping-Faktors mit Fibrinogen → Umhüllung der Erreger und Phagozytosehemmung) kommt es zur Bildung von Flocken, die sich nicht suspendieren lassen. Die Flocken entstehen, da sie die Bakterienzellen über den zellwandgebundenen Faktor und das im Kaninchenblut enthaltene Fibrinogen vernetzen. Der Test geht recht schnell. Bedeutung: Man kann so klinisch relevantere (mit Clumping-Faktor) von klinisch weniger relevanten Staphylokokken unterscheiden.
Dekapsulations-Phänomen
Ob ein Bakterium in der Lage ist, eine Kapsel zu bilden, lässt sich durch cokultivierung mit einem Stamm, welcher Hyaluronidase besitzt bestimmen. Senkrecht wird eine Staphylokokkenkultur aufgebracht, welche die Hyaluronidase bildet.
Gewunden wird der Testerreger aufgetragen. Hatte er eine Kapsel, ist zu erkennen, dass er im Bereich der Staphlokokkenlultur deutlich verkleinerte Kolonien ausbildet.
(Es wird also das Prinzip des Hyaluronidase-Tests umgekehrt angewandt. Dort wurde getestet, ob das Testbakterium in der Lage sei, Hyaluronidase zu bilden und somit die Hyaluron-Kapsel eines cocultivierten Stammes zu zerstören.)
Bsp (Konnte leider kein ordentliches Bild finden, deshalb hier ein Bild aus der Übung ohne zu wissen, was es ist und dann ein andere mir Wissen, was es ist):
Eigelb-Laktose-Agar
Lezithinase: Geprüft wird die Fähigkeit von Bakterien, im Eigelb enthaltenes Lezithin zu spalten. Die Prüfung erfolgt auf Eigelb-Laktose-Agar. Der zu testende Erreger wird in einem Strich aufgeimpft. Im positiven Fall ist in der Umgebung der Kolonie eine opake (undurchsichtige) Ausfällungszone zu beobachten. Dies geschieht, weil Lecithin normalerweise als Emulgator wirkt. Wird dieser durch die Lezithinase zerstört, fallen die Proteine aus.
Bsp: B. cereus zeigt einen positiven Test auf das Exoenzym Lezithinase, gekennzeichnet durch die opake Zone um die Kolonien.
Lipase-Nachweis: Geprüft wird die Fähigkeit, im Eigelb enthaltene Fette zu spalten. Die Prüfung erfolgt auf Eigelb- Laktose-Agar. Im positiven Fall ist ein perlmuttartiger Schimmer auf der Kolonieoberfläche zu beobachten.
Laktose-Verwertung: Geprüft wird die Fähigkeit, Laktose als Energiequelle zu verwerten. Eigelb-Laktose-Agar enthält neben dem zu prüfenden Zucker einen Indikator (Bromkresolpurpur). Im positiven Fall wird infolge des Zuckerabbaus das Medium gesäuert und dies durch den Indikator angezeigt (Farbumschlag nach gelb).
Bsp: Das Wachstum auf Eigelb-Laktose-Agar verdeutlicht, dass Clostridium perfringens:
- in der Lage ist Laktose zu verwerten (Farbumschlag nach gelb),
- keine Lipase besitzt, was durch das Fehlen des perlmuttartigen Schimmers am Rande der Kolonie nachgewiesen wird,
- Lecithinase bilden kann (opake Ausfällung),
Negativbeispiel für alles 3: Bsp: Das Wachstum auf Eigelb-Laktose-Agar zeigt, dass Clostridium tetani:
- die Laktose nicht verwerten kann,
- keine Lipase besitzt (Fehlen des perlmuttartigen Schimmers am Rande der Kolonie),
- keine Lecithinase besitzt (keine opake Ausfällung).
Gelatine-Abbau (Gelatinase)
Test zum Nachweis proteolytischer Aktivität (Gelatinase) von Bakterien. Es existieren verschiedene Nachweisverfahren (Verflüssigung im Röhrchen, Auflösung von Gelatine- Kohlenstaub-Tabletten, Nachweis auf Agar-Gelatineplatten mittels Clark-Reagenz = Quecksilberchlorid, Vorsicht giftig!).
Zu: Verflüssigung im Röhrchen: Im Medium ist Gelatine enthalten. Kann der Erreger Gelatine spalten, wird das Medium auch nach Kühlung nicht mehr fest: Bild 1
E. rhusiopathiae Besonderheit zum Wachstum in Gelatine: Bei Der Gelatinase-Test ist negativ, jedoch zeigt dieses Bakterium das charakteristische Gläserbürsten-Phänomen in der Gelatine. Der Erreger wächst in Form einer Gläserbürste. Mehr steckt nicht dahinter.
Hämagglutination
B. bronchiseptica kann über ein Fimbrien-Adhäsin an gewaschenen Schaferythrozyten haften und diese dadurch agglutinieren.
Objektträgertest: 2 – 3 Kolonien einer 24 h Kultur werden auf einem Objektträger in einem Tropfen NaCl resuspendiert. Diese Suspension wird mit dem gleichen Volumen einer 3 %-igen Suspension aus gewaschenen Schaferythrozyten gemischt. Bei B. bronchiseptica tritt eine Agglutination nach 1 – 3 min ein.
Bordetella bronchiseptica: Hämagglutination auf einen Objektträger: Typischerweise bewirkt Bordetella bronchiseptica eine Hämagglutination von gewaschenem Hammelblut auf dem Objektträger.
Harnstoff-Verwertung
Geprüft wird die Fähigkeit von Bakterien, Harnstoff als Stickstoffquelle zu verwerten. Das Testmedium enthält neben Harnstoff einen Indikator (Phenolrot). Im positiven Fall wird Harnstoff und H2O durch das Enzym Urease in 2NH3 (Ammoniak) und CO2 gespalten. Hieraus resultiert eine Alkalisierung des Mediums, die durch den Indikator angezeigt wird (Farbumschlag nach pink).
Hippurathydrolyse
Hippurat wird durch das Enzym in Glycin und Hippursäure hydrolysiert. Die Spaltprodukte reagieren mit Ninhydrin unter Ausbildung einer blauen Farbreaktion.
Sie unterscheidet C. jejuni (positiv) von anderen Spezies (negativ)
H2S-Bildung
Geprüft wird die Fähigkeit von Bakterien, Schwefelverbindungen (Aminosäuren, Sulfate) zu spalten und H2S freizusetzen. H2S bildet mit Metallionen schwarze Komplexe. Der Nachweis kann im Hochschichtteil80 des Kligler- Agars (Eisensulfid, unempfindliche81 Methode) oder mittels Bleiazetatstreifen über Bouillonkulturen (Bleisulfid, empfindliche Methode) erfolgen.
positive H2S-Bildung: Bsp: E. rhusiopathiae:
Indol-Test
(Ist auch Bestandteil des LIM-Mediums → s. auch dort)
Einzeltest: Der Test dient zum Nachweis des Enzyms Tryptophanase. Tryptophanase spaltet Tryptophan u.a. zu Indol.
Entsteht Indol, reagiert dieses mit dem der zugegebenen KOVACS-Reagenz , wodurch eine rote Färbung entsteht.
Ein Bakterium ist Indol-positiv, wenn sich nach Zugabe des Indol-Reagenz eine Rotfärbung einstellt.
Bleibt die Lösung farblos, ist das Bakterium Indol-negativ.
Positivbeispiel: Pasteurella multocida (m)
- linkes Röhrchen: unbeimpft
- rechtes Röhrchen: beimpft und bei Zugabe von Kovac-Reagenz zeigtsich eine rötliche Färbung; positiver Nachweis der Indol-Bildung aus Tryptophan
Hyaluronidase-Test
Eine Blutplatte wird in weiten Schleifen mit einem Bakterienstamm beimpft, dessen Kapsel zu wesentlichen Teilen aus Hyaluronsäure besteht (z.B. Pasteurella multocida). Senkrecht hierzu wird das zu prüfende Staphylokokken-Isolat aufgetragen. Im positiven Fall kann nach 20 h Inkubation im näheren Umkreis des Staphylokokken-Isolates eine deutliche Abnahme der Koloniegröße des bekapselten Stammes beobachtet werden. Mechanismus: Die wachsende Bakterienkultur gibt im positiven Fall Hyaluronidase ab, welche die Hyaluronsäure des bekapselten Stammes abbaut. Dieser Test dauert also auch ein bisschen, da das Enzym erst einmal durch das wachsende Bakterium abgegeben werden muss.
Katalasetest
Katalase spaltet 2 H2O2 in 2 H2O und O2. Zur Durchführung des Tests wird mit der Öse etwas Koloniematerial auf einem Objektträger verrieben und anschließend mit einem Tropfen einer 3 %-H2O2-Lösung überschichtet. Im positiven Fall ist eine deutliche Bläschenbildung zu beobachten.
Kligler-Agar
Koagulase
Der Nachweis erfolgt im Röhrchentest mittels Zusatz von 0,1 ml frischer Bouillonkultur des zu prüfenden Isolates zu 0,3 ml Kaninchenplasma (EDTA- oder Citratplasma). Im positiven Fall kommt es nach 4 – 20 h Inkubation (37°C) zur Gerinnung.
Dieser Nachweis benötigt etwas Zeit, denn hierfür muss das Bakterium wachsen und die Koagulase erst noch abgeben, bis sie im Zusammenhang mit dem Plasma ihre Wirkung zeigt. Koagulase bindet an Prothrombin des WIrtes (das was sich im Plasma befindet), löst eine Thrombinprotease-Aktivität aus und führt so zu einer Umwandlung von Fibrinogen zu Fibrin im Plasma. Bedeutung: Mit diesem Test kann man klinisch relevantere Streptokokken (positiv) von weniger relevanten unterscheiden.
Kohlenhydratabbau im O/F-Medium
Oxidations-Fermentations-Medium nach Hugh & Leifson.
Mit diesem Test wird ermittelt: kann der zu testende Erreger Glukose fermentativ und oxidativ oder nur oxidativ oder gar nicht verstoffwechseln? Eine sehr hohe Schichtdicke führt dazu, dass im oberen Drittel Sauerstoff vorhanden ist und im unteren Drittel nicht.
Stichbeimpfung des als Hochschichtagar abgefüllten Substrats bewirkt bei fermentativem Abbau (+zusätzlich oxidativem?) der enthaltenden Glucose eine Säuerung im gesamten Medium, bei oxidativem Abbau nur am oberen Teil des Mediums (enthält eingedrungenen Sauerstoff).
PH-Indikator: Bromthymolblau (sauer: gelb, neutral: grün, alkalisch: blau). Unbeimpft: grün
Glucoseabbau: Farbumschlag nach gelb (bei nur oxidativem Abbau: nur oberes Drittel)
kein Glucoseabbau (weder fermentativ noch oxidativ): grüne Farbe bleibt erhalten bzw. Farbumschlag nach blau (infolge des Aminosäureabbaus kommt es zur Alkalisierung, besonders an der Oberfläche).
6,5 %-NaCl
Geprüft wird die Fähigkeit von Streptokokken, in Gegenwart von 6,5 %-Natriumchlorid zu wachsen. Das Testmedium enthält neben der entsprechenden Kochsalzkonzentration Glukose und einen Indikator (Bromkresolpurpur). Bei Tolerierung des Kochsalzgehaltes wird Glukose abgebaut. (Andere Bakterien würde einfach abkrepeln, hätten also auch keinen Glucosestoffwechsel) Hieraus resultiert eine Säuerung des Mediums, die durch den Indikator angezeigt wird (Farbumschlag nach gelb).
Oxidase-Test
Der Oxidase-Test weist das Vorhandensein von Cytochromen in der Atmung von Spezies nach, die Sauerstoff als endgültigen Elektronenakzeptor im Energiestoffwechsel verwenden. Beim Oxidase-Test werden anstelle von molekularem Sauerstoff künstliche Substrate wie N,N-Dimethyl-p-phenylendiaminmonohydrochlorid (DMPM) eingesetzt. Eine positive Oxidasereaktion wird hierbei durch eine blaue Verfärbung angezeigt.
Zu beachten ist, dass einige Spezies wie z. B. Vertreter der Pasteurellaceae eine verzögerte bis schwache Oxidasereaktion zeigen; bei solchen Vertretern ist eine Beurteilung erst nach 2-3 Minuten möglich.
Es handelt sich um ein Reaktionsstäbchen welches einfach nur an die Kolonie gestreift wird:
- Bsp: P. aeruginosa reagiert auf den Oxidase-Test mit einer stark positiven Reaktion
Phenylalanindesamin ase (PAD)
Durch Wirkung des Enzyms Phenylalanindesaminase entsteht Phenylbrenztraubensäure, die durch Zugabe von 10 %-iger FeCl3-Lsg. nachgewiesen wird. Im positiven Fall entsteht eine Grünfärbung.
Pigmentbildung
→ Chloroform- Extraktion
reversed CAMPPhänomen
Auf Blutagar wird ein hämolysierender Staphylococcus aureus und senkrecht dazu C. pseudotuberculosis ausgestrichen. C. pseudotuberculosis produziert eine Phospholipase D, die die Hämolysine des Staphylococcus aureus kompetitiv hemmt. Dadurch, dass dieses Enzym schneller in den Agar diffundiert als das Hämolysin, kommt es zu einer Unterbrechung der Hämolysezone des Staphylococcus aureus an der Berührungsstelle.
X- und V-Faktor Kochblutagar
handelt sich hierbei um 2 Wachstumsgaktoren:
X-Faktor = Hämin
V-Faktor = NAD+ (Nicotinamidadenindinukleotid)
Haemophilus spp. benötigen für ihr Wachstum u. a. X- und/oder V-Faktor, der dem Medium entsprechend zugefügt werden muss. Eine Variante ist hierbei der Kochblutagar, ein bluthaltiges Nährmedium, bei dem durch mildes Erhitzen der V-Faktor aus den Erythrozyten freigesetzt und somit hämophilen Keimen zur Verfügung bereitgestellt wird, während normale Blutplatten auch ohne Erhitzen bereits in ausreichender Menge frei verfügbares Hämin (X-Faktor) bereitstellen.
Diese Abhängigkeit von Wachstumsfaltoren ist auch beim Ammenphänomen (s.o.) zu beobachten. (ich denke jedenfalls, dass es dasselbe ist)
Beispiel:
Wie Haemophilus parasuis ist das Wachstum von A. pleuropneumoniae abhängig von den Wachstumsfaktoren, weshalb eine Anzüchtung auf Kochblutplatten erfolgt.
Zuckerverwertung
Geprüft wird die Fähigkeit von Bakterien, bestimmte Kohlenhydrate als Energiequelle zu verwerten. Das Testmedium enthält neben dem zu prüfenden Zucker einen Indikator (Phenolrot). Im positiven Fall wird infolge des Zuckerabbaus das Medium gesäuert und dies durch den Indikator angezeigt (Farbumschlag nach gelb). Bei der anaeroben Mannit-Verwertung wird die anaerobe Atmosphäre durch Überschichtung mit flüssigem Paraffin hergestellt. (s.o.)
Novobiocin-Einsatz
Dieses Antibiotikum ist ein Gyrasehemmer, für welchen verschiedene Bakterien verschiedene Empfindlichkeiten besitzen. Ein Plättchen, welches Novobiocin enthält, wird auf den Nährboden aufgebracht. Novobiocin diffundiert in den Agar. Sind die Bakterien empfindlich bildet sich ein Hemmhof.
Bsp: Zur Unterscheidung von S. epidermidis/ S. saprophyticus
Optochintest
Dieses AB wird eingesetzt, um S. pneumoniae von den anderen Streptokokken abzugrenzen.
Mechanismus: Auflegen von Papierblättchen, die mit Optochin getränkt sind, auf einem festen Nährboden.
Ergebnis: Das Wachstum von Pneumokokken, wird in einem Hemmhof um das Plättchen unterdrückt.
Bsp: Streptococcus pneumoniae (links UND rechts): S. pneumoniae zeigt eine deutliche Optochinempfindlichkeit. → Der Optochin-Test ist positiv
Penicillinempfindlichkeits-Test
Ein Filterplättchen, das mit dem Wirkstoff beschickt ist, wird aufgelegt. Entsteht ein Hemmhof, ist Bakterium gegenüber Penicillin empfindlich.
Gassner-Agar
- Gassner-Agar ist ein schwach selektiver Nährboden zur Unterscheidung von Lactosepositiven und Lactose-negativen Keimen.
- Die Verwertung der im Nährboden enthaltenen Lactose wird durch den Indikator Wasserblau angezeigt: Lactose-positive Keime wachsen blau und als transparenten Kolonien; sie sind im Gegensatz zu den Lactosenegativen Keimen in der Lage, Säure aus Lactose zu bilden. Als Indikator enthält das Medium Methylblau. (Methylblau, auch manchmal Wasserblau genannt, ist im sauren Bereich tiefblau und im alkalischen farblos.) Metachromgelb hemmt vor allem die Gram-positive Begleitflora.
- Das Untersuchungsmaterial wird entweder direkt ausgestrichen oder es werden Suspensionen davon hergestellt, mit denen anschließend die Platte beimpft wird, um Einzelkolonien zu erzielen.
- Also Ergebnisse: Der gebrauchsfertige Nährboden ist grün. Im sauren pH-Bereich schlägt seine Farbe nach blaugrün bis blau um. Im alkalischen Bereich tritt dagegen die gelbe Farbe des Metachromgelbs zunehmend in Erscheinung.
XLD-Agar
Thioglycolat-Bouillon:
Preston-Agar
● Der Preston-Agar dient als Selektiv-Medium für Campylobacter sp. Dem Campylobacter Basis-Medium wird 5% defibriniertes Pferdeblut und ein spezielles Supplement, welches aus verschiedenen Antibiotika besteht, um das Wachstum von Begleitflora (wie z.B. Schimmelpilzen und Faekalkeimen) zu hemmen, zugesetzt. Bebrütet wird der beimpfte Agar für 48h unter CO2-Spannung bei 37°C bzw. 42°C.
● Bsp: Campylobacter jejuni-Kolonien auf Preston-Agar:
Sabouraud-Dextrose-Agar (SAB)
Brilliantgrün-Phenolrot-Laktose-Platte (BPL): (nach KAUFFMANN)
- Selektivagar zum Nachweis und zur Isolierung von Salmonella, mit Ausnahme von S. typhi.
- Der Nährboden enthält Lactose, deren Abbau zu Säure durch einen Farbumschlag des pH-Indikators Phenolrot nach Gelb angezeigt wird
- Im basischen Bereich weist er eine tiefrote Farbe auf.
- Die grampositive Begleitflora sowie Salmonella typhi und Shigella werden durch Brillantgrün weitgehend unterdrückt.
- Der Nährboden wird direkt mit dem Untersuchungsmaterial oder aus der Anreicherungskultur im Oberflächenausstrich massiv beimpft.
- Meine Vermutung: XLD und Gassner scheinen beliebtere Methoden zu sein, um Laktose zu prüfen, da BPL kaum im Skript auftaucht.
Ich finde leider nur Informationen zum Brilliantgrün-Phenolrot-Laktose-Saccharose-Agar. Für letzteren gilt: Im Vergleich zu anderen Zusammensetzungen weist der Nährboden eine stärkere Hemmung von Escherichia coli und Proteus spp. auf. Pseudomonaden, die auf Brillantgrün-Phenolrot-Lactose-Saccharose-Agar USP Salmonellen ähneln, werden im Wachstum gehemmt. Der Nachweis kleinerer Anzahlen Salmonellen wird aufgrund der schwächeren Hemmwirkung und durch das höhere Nährstoffangebot verbessert.
MacConkey-Agar (MacConckey im Skript)
CIN- Agar = Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-Agar
