VO Online Fragen Flashcards
Welche Aussagen treffen auf eine elektrochemische Zelle bestehend aus einem Kupfer-Stab in Kupferionenlösung (Cu/Cu²⁺ + 0.34 V) und einem Zink-Stab in Zinkionenlösung (Zn/Zn²⁺ - 0.76 V) zu?
A. Cu(0) → Cu(2+) + 2e-
B. Zn(0) → Zn²⁺ + 2e-
C. Cu²⁺ + 2e-→ Cu(0)
D. Zn²⁺ + 2e- → Zn(0)
E. Der Zink-Stab ist die Anode
F. Der Kupferstab ist die Anode
G. An der Kathode findet eine Oxidation statt
H. An der Kathode findet eine Reduktion statt.
Korrekt: B,C, E, H
EB: das was Stärker + geladen ist nimm lieber Elektronen auf und wird dabei Reduziert “Cu”, das was weniger positiv geladen ist gibt lieber Elektronen ab und wird dabei Oxidert “Zn”
Anode A–> minus - gleich negativer geladene Metall = Zn
OxidAtion = Anode
ReduKtion= Kathode
Welche Verfahren können preparativ zur Fraktionierung von Proteingemsichen verwendet werden?
A. Affinitätschromatographie
B. lonenaustauschchromatographie
C. SDS-PAGE
D. Adsorptionschromatographie
E. lEF
MC Frage aus VO
Korrekte Anwort:
* B. lonenaustauschchromatographie
* D. Adsorptionschromatographie
* E. lEF (Isoelektrische Fokussierung)
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Affinitätschhromatographie:
—> Ist prinzipiell extrem gut um ein Protein zu isolieren ein ganz bestimmtes aber nicht um ein Proteingemisch aufzutrennen zu mehreren Fraktionen.
Ionenaustauschchromatographie:
Kann man verwenden um Präperativ große Mengen Proteine aufzutrennen in mehrere Fraktionen.
SDS-PAGE:
Wird nur Analytisch eingesetzt
Adsorptionschromatographie:
Damit kann man auch Proteine auftrennen
IEF Isoelektrische Fokussierung:
Damit kann man auch Proteine auftrennen
Welche Verfahren können zum Entsalzen von Proteinlösungen herangezogen werden?
A. Ultrazentrifugation
B. Gelchromatographie
C. Affinitätschromatographie
D. Adsorptionschromatographie
E. Dialyse
F. Ultrafiltration
Korrekt: A. Ultrazentrifugation, B. Gelchromatographie, E. Dialyse
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Methoden in der Proteinaufreinigung & -analyse
* Entsalzen von Proteinlösungen:
Dialyse
Ultrazentrifugation
Gelchromatographie (GPC)
-
Aufkonzentrieren von Proteinlösungen:
Ultrazentrifugation
Ionenaustauschchromatographie (IEC) - Präparative Fraktionierung von Proteinen:
Adsorptionschromatographie (z. B. HPLC)
Gelchromatographie (GPC)
Ionenaustauschchromatographie (IEC)
Isoelektrische Fokussierung (IEF) - Analytische Fraktionierung von Proteinen:
SDS-PAGE
HPLC
Isoelektrische Fokussierung (IEF)
Affinitätchromatographie
(Gelchromatographie (GPC)& Ionenaustauschchromatographie (IEC)) hat sie nur in Klammer hinzugefügt
Die effektive Migrationsgeschwindigkeit von Analyt-lonen im elektrischen Feld…..
A …..ist abhängig vom EOF
B. ….ist unabhängig vom EOF
C. ….ist immer größer als die theoretische Migrationsgeschwindigkeit.
D…….kann umgekehrt zur theoretischen Fluss-Richtung des Analyt-lons sein
EOF bei der Kapilarelektrophorese ist ein Transport Phänomen.
EOF kann einerseits die Ionen beschleunigen anderer Seits bremsen, aber auch in ihrer Richtung umdrehen.
A) korrekt ……ist abhängig vom EOF
B) Falsch
C) Falsch ……ist immer größer als die theoretische Migrationsgeschwindigkeit.
Nein, Sie kann größer, kleiner oder sogar negativ sein – je nach Ladung und EOF-Richtung.
D) Richtig ……kann umgekehrt zur theoretischen Fluss-Richtung des Analyt-lons sein
Anionen können sogar in ihrer Bewegungsrichtung umgedreht werden.“
→ Der EOF kann stark genug sein, um die Bewegungsrichtung umzukehren → effektive Geschwindigkeit negativ.
Welche Methoden der Proteinbestimmung (konz) sind subjektiv?
A. Biuret
B. Lowry
C. BCA (Bicinchoninsäure)
D. Bradford
E. Absorption bei 280nm
F. Absorption bei 205nm
G. Fluoreszenz
H. Affinitätschromatographie
Korrekt: D,E,G
Subjektiv: Bradford, UV-Absorption A280nm aromatisch AS, Fluoreszenz (nur Trp)
Objektiv: Biuret, Lowry, Bicinchoninsäure (BCA), UV-Absorption A205nm Peptidbindung
Subjektiv ist alles was mit einer Seitenkette einer AS reagiert
Objektiv ist alles was das Peptidbackbone betrachtet
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Affinitätschromatographie : Weder objektiv noch subjektiv ist keine Proteinquantifizierungsverfahren im klassischen Sinn, sondern eine selektive Aufreinigungstechnik
Für welche Peptide/Proteine funktioniert die Sequenzierung mittels PSD-MALDI?
A. N-terminal unmodifizierte Proteine
B. N-terminal modifizierte Proteine
C. Peptide kleiner als 2 KDa
D. Peptide/Proteine größer als 5 kDa
E. Tryptische Peptid-Bruchstücke
Korrekt: A,B,C,E
Falsch :D
Methode bei der in der Quelle die FRAGMENTIERUNG stattfindet von allen Ionen die Ionisiert werden das funktioniert für sowohl N-Terminal modifizierte als auch unmodifizierte Proteine.
Funktioniert für Peptide die kleiner als 2kDa sind aber nicht größer als 5kDa. Funktioniert auch für Tryptische Peptid-Bruchstücke die sind im Normalfall kleiner als 2kDa
Welche Arbeitsschritte gibt es bei einem Proteomics-Experiment ohne Gel?
A. Perturbationsanalyse
B. LC-MS/MS
C. Isotopenmarkierung
D. Enzymatischer Verdau
E. Anfärben im Gel
…………………die hier jetzt nicht aus Vo sonder Altfrage….
F ‘ Chromatographie
G ‘ MS
H’ Anfärben
I’ Datenbankanalyse
Nur E ist Falsch der Rest ist korrekt
A. Pertubationsanalyse gibts immer heißt nur das man eine Kontroller hat und eine Zellkultur in der man eine WSt zugibt
B. LC-MS/Ms gibts auch immer
C. Isotpenmarkierung gibts ja das ist der Unterschied zur Proteomics mit Gel
D. Enzymatische Veradauung gibts auch immer !!
E. Das einzige was es nicht gibt Anfärben immer nur im Gel
Welche Arbeits schritte gibt es mit Proteomics mit gel dann wäre alles richtige Außern C, Diese Isotopen-Labels macht man nur wenn man ohne Gel arbeitet weil man da nur quantifiziert oder man quantifiziert im Gel mit Anfärben
……………………………………………………….die hier jetzt nicht aus Vo sonder Altfrage….
alle korrekt bis auf E. bzw H’ da anfärben ja falsch ist
Erklärung:
In einem gel-UNabhängigen Proteomics-Workflow werden Proteine direkt in Lösung verdaut, chromatographisch getrennt (meist LC) und über MS/MS analysiert. Die Quantifizierung erfolgt label-frei oder mit Isotopenmarkierung (z. B. SILAC, ICAT). Zur Auswertung werden bioinformatische Tools und Datenbanksuchen (z. B. SEQUEST) verwendet. Oft wird eine Perturbationsanalyse durchgeführt, um systematische Effekte zu erfassen.
Nicht dazu gehören:
E/H (Anfärben): spezifisch für Gelelektrophorese (z. B. 2D-Gel) und daher nicht Teil eines gel-freien Workflows.
Welche Arbeitsschritte gibt es bei einem Proteomics-Experiment das Gel basiert ist ?
A. Perturbationsanalyse
B. LC-MS/MS
C. Isotopenmarkierung
D. Enzymatischer Verdau
E. Anfärben im Gel
…………………die hier jetzt nicht aus Vo sonder Altfrage….
F ‘ Chromatographie
G ‘ MS
H’ Anfärben
I’ Datenbankanalyse
alles korrekt aus C. Isopenmarkierung
Isotopenmarkierung wird zur quantitativen Proteomanalyse ohne Gele eingesetzt.
Im Gel-basierten Workflow erfolgt die Quantifizierung durch Färbung – z. B. Coomassie, Silber oder DIGE.
A. Pertubationsanalyse gibts immer heißt nur das man eine Kontroller hat und eine Zellkultur in der man eine WSt zugibt
B. LC-MS/Ms gibts auch immer
C. Isotpenmarkierung gibts nein das ist der Unterschied zur Proteomics mit Gel
D. Enzymatische Veradauung gibts auch immer !!
E. Das einzige was es immer nur im Gel gibt ist Anfärben
Welche Daten erhält man aus mehrdimensionalen NMR Messungen von Proteinen?
A. Torsionswinkel φ phi [N(H)-C(alpha)| im backbone
B. Torsionswinkel ω omega [C(-O)-N(H)] im backbone
C. Abstands-Information zwischen koppelnden Kernen über TOCSY
D. Abstands-Information zwischen koppelnden Kernen über NOESY
E. Abstands-Information zwischen koppelnden Kernen über HSQC
✅ Richtige A, D
- Carbonyl ist Omega, Carbonyl hat immer einen Doppelbindungscharakter das bedeutet das der Winkel OMEGA immer 180° ist und bleibt der ändert sich nicht
- Die andern beiden Winkel Phi & Psi können sich ändern/ drehen.
- Sie hat nach Phi gefragt zw N-H und C-alpha und dort kann man den Torsionswinkel messen aufgrund der Kopplung zw dem NH und C-H alpha ist eine 3JH Kopplung ist abhängig vom Wikel Phi also wenn das mehr oder weniger verdreht ist ist die Kopplungskonstante größer/ kleiner und das sagt uns ob ein alpha Helix vorliegt oder oder ein Beta-Sheet.
- Psi lässt sich auch nicht mit NMR messen denn da ist kein Proton dran ist am Carbonyl
- Der einzige Bindungswinkel den man wirklich messen kann ist über die Kopplung von N-H zum C-H alpha Phi.
-
Abstände können wir messen weil wir druch NOE Kernoberhausereffekt die Intensität des NOE Signals Proportional ist zu 1/r^6. Das heißt das NOE Singal nimmt sehr schnell ab mit der Distanz und wenn man ein internes System hat mit dem man das Kalibieren kann dann kann man auch den Abstand messen. Man nimmt normalerweise die AS Tryptophan das sind zwei Protonen an den beiden Ringen die haben einen Abstand von 3A° dann weiß man genau den Abstand und wie intensiv NOESY Signal ist und von dem kann man dann auf alle andeneren NOESY Signale umrechnen und Intensitäten zu Abständen korrelieren. Also das ist nur IM NOESY nur das sagst uns was über die Abstände. HSQC & TOXY stehen da um uns zu verwirren.
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NOESY (Nuclear Overhauser Effect Spectroscopy): zustatz
→ liefert Abstandsabhängige Informationen (< 5 Å) → wichtig für 3D-Struktur
TOCSY (Total Correlation Spectroscopy):
→ zeigt Spinsysteme innerhalb von Aminosäuren → nicht direkt Abstände, aber Zusammengehörigkeit von Protonen innerhalb einer AS
HSQC (Heteronuclear Single Quantum Coherence):
→ koppelt ¹H mit ¹⁵N oder ¹³C, keine Abstandsinfos, dient der Zuordnung
COSY (Correlation Spectroscopy):
→ zeigt skalar gekoppelte Protonen, für Sequential Walks
Karplus-Beziehung (A ergänzend):
→ beschreibt Zusammenhang zwischen vicinaler ³J-Kopplung und Torsionswinkel (φ)
Welche Aminosäuren liegen bei pH 7 hauptsächlich protoniert vor ?
A. Threonin (pKa 16)
B. Arginin (pKa 12.48)
C. Histidin (pKa 6.04)
D. Glutaminsäure (pka 4.07)
E. Cystein (pKa 8.18)
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Einmal musste man AS nach Basisch (Kationische), Acid und Hydrophob ordnen
Dazu vergleichen wir den gegebenen pH-Wert (7) mit dem pKa-Wert der betreffenden funktionellen Gruppen. Eine Gruppe ist hauptsächlich protoniert, wenn pH < pKa.
A. Threonin (pKa ~16)
→ Die OH-Gruppe hat einen sehr hohen pKa, liegt bei pH 7 klar protoniert vor. ✅
B. Arginin (pKa ~12.48)
→ Guanidino-Gruppe mit sehr hohem pKa, liegt bei pH 7 sicher protoniert vor. ✅
C. Histidin (pKa ~6.04)
→ pH 7 > pKa → zu etwa 90 % nicht protoniert, also nicht hauptsächlich protoniert. ❌
D. Glutaminsäure (pKa ~4.07)
→ Carboxylgruppe mit niedrigem pKa → bei pH 7 deprotoniert. ❌
E. Cystein (pKa ~8.18)
→ Thiolgruppe, pH < pKa → noch protoniert bei pH 7. ✅
Die stärkere Säure (pH > pKa) gibt ihr Proton (H⁺) leichter ab – sie ist also bei höherem pH schneller deprotoniert
Basische AS (Kationische): Histidin, Lysin, Arginin –> Lynn Angelt Hilfe
Acid AS (Anionische): Asparinginsäure, Gultaminsäure –> Alpa Gun
Hydrophob: Glycin, Alanin, Prolin, Valin, Leucin, Isoleucin, Methionin –> Gültig Als Permanentes VaLidIrungs Mittel
Welche Aussagen treffen auf SDS-PAGE zu?
A. SDS-PAGE wird zur Fraktionierung von Proteinen eingesetzt
B. SDS-PAGE wird zur Bestimmung von Molekulargewichten von Proteinen eingesetzt
C. kleinere Proteine wandern weiter durch das Gel
D. große Proteine wandern weiter durch das Gel
- Korrekt:
✅B. SDS-PAGE wird zur Bestimmung von Molekulargewichten von Proteinen eingesetzt
→ Richtig.
Mit Hilfe von Protein-Standards bekannter Größe kann die molare Masse unbekannter Proteine abgeschätzt werden (da die Wanderstrecke ≈ log(MW)).
✅C. kleinere Proteine wandern weiter durch das Gel
→ Richtig.
Durch den Molekularsiebeffekt werden kleinere Proteine weniger stark gebremst als große und wandern weiter zur Anode. - Falsch:
❌ D. große Proteine wandern weiter durch das Gel
→ Falsch – sie werden stärker zurückgehalten, wandern langsamer. - ❌ A. SDS-PAGE wird zur Fraktionierung von Proteinen eingesetzt
→ je nach Formulierung der Frage ob sie Präperativ onder Analytische schreibt.
SDS page primär Analytik wird für MW eingesetzt ob Protein das richtige ist, nicht für Präperative Zwecke geeignet
…………………………………………………….- Präparative Fraktionierung von Proteinen:
Adsorptionschromatographie (z. B. HPLC)
Gel-Permeations-Chromatographie (GPC)
Ionenaustauschchromatographie (IEC)
Isoelektrische Fokussierung (IEF)
- Präparative Fraktionierung von Proteinen:
- Analytische Fraktionierung von Proteinen:
SDS-PAGE
HPLC
Isoelektrische Fokussierung (IEF)
(Gel-Permeations-Chromatographie (GPC)& Ionenaustauschchromatographie (IEC)) hat sie nur in Klammer hinzugefügt
Affinitätchromatographie
Offene frage
Nehmen sie an sie wolle ein Protein mit 200 AS Sequenzierung, wie können sie das machen ? Nehmen sie an das Protein ist am N-Terminus Modifiziert oder nicht modifiziert. Welche möglichkeiten haben sie dann ?
- Wenn der N-Terminus nicht modifiziert ist:
→ Edman-Abbau kann verwendet werden, aber nur für kurze Peptide (bis ~40–60 AS) und nicht bei komplexen Gemischen. Daher nur begrenzt geeignet.
→ N-terminale Leitersequenzierung (modifizierter Edman-Abbau + MALDI-TOF):
* Es wird ein unvollständiger Edman-Abbau durchgeführt.
* Dadurch entsteht ein Peptidleiter (Peptidgemisch, das jeweils um eine AS verkürzt ist).
* Analyse erfolgt über MALDI-TOF-MS → Sequenzrekonstruktion durch Analyse der Massenunterschiede.
* Grenze: Nur für N-terminal freie Peptide geeignet, keine Unterscheidung Leu/Ile, gut bis ~5 kDa. - Wenn der N-Terminus modifiziert ist (z. B. N-acetyliert):
→ Edman-Abbau und N-terminaler Leitersequenzierung fallen weg, da sie den freien N-Terminus benötigen.
→ De-novo-Sequenzierung mittels Tandem-MS (z. B. ESI-MS/MS):
* Protein wird enzymatisch gespalten (z. B. mit Trypsin) → Peptidfragmente.
* Diese werden per Tandem-MS fragmentiert (z. B. über CID oder PSD).
* Aus den b- und y-Ionen wird die Sequenz rekonstruiert – unabhängig vom N-Terminus.
* Vorteil: Auch für N-terminal blockierte Proteine geeignet.
* Grenze: keine Unterscheidung Leu/Ile, Sequenzierung größe abhängig vom verfahren (.ESI-MS/MS: bis ~7 kDa möglich & PSD-MALDI: gut bis ~2–5 kDa)
Zuordnen
Linke Seite stehen Möglichkeiten der Sequenzierung(1-4) und auf der Rechten Seite Fragmentierungs-Methoden (A-D).
1. N-Terminale Leitersequenzierung
2. De-novo-Sequenzierung
3. Untersuchung von post-translationalen Modifikationen
4. PSD-MALDI
A. Electron tranfer dissociation
B. Post source decay
C. Collision induced dissociation
D. Keine Fragmentierung
1 D
2 C
3 A
4 B
- N-Terminlae Leitersequenzierung
—> Edman-Abbau verwendet um das Protein zu sequenzieren, daher gehört es zusammen mit Keine FRAGMENTIERUNG - De-Novo-Sequenzierung
—> ist was wo man einfach im MS ein Ion selektiv isoliert das man untersuchen möchte das mit TOP-Down Fragmentiert macht man z.b mit Collision Induced dissociation - Untersuchung von post-Translationalen Modifikation (PTMs)
—> nur am Rande erwähnt hier verwendet man aber meistens Electron Transfer dissociation weil man einen anderen Fragmentierungs-Mechanismus haben und so die PTMs besser erhalten bleiben - PSD-MALDI
—> Fragmenteirung hier wird im Gegensatz zu De-Novo-Sequenzierung nicht von einem selektieren Ion basiert sondern von allem was in der Ionenquelle ionisiert also NICHT SELEKTIV das wird postsource decay genannt.
