Prácticos Flashcards
7 - Necropsia parasitaria.
Pasos a seguir:
1) Anamnesis
2) Inspección externa
3) Apertura y procesamiento de cavidad abdominal
4) Apertura y procesamiento de cavidad torácica
5) Procesamiento de otros órganos y sistemas
6) Elaboración de informe
1) Ligado y separación de compartimientos (píloro doble ligadura, cardias. Intestino: 3-4 mts mayor población parasitaria, ciego
aparte)
2) Apertura y raspaje:
Raspaje: obtengo una masa donde busco L4 hipobioticas. Utilizo sustancias que digieren las proteínas y me permiten cuantificar
las larvas
Lavado: se lava y vuelca el contenido en un balde, donde el volumen total dependerá de la especie, tamaño y categoría del
animal.
3) Extracción de alícuota (10% del volumen total conocido)
Obtengo un volumen conocido y tomo una alícuota del 10%. N°. Parásitos totales = Parásitos de alícuota X 10
4) Envasado y conservación (6 hs en formolal 10%)
5) Envío ( se le puede sumar la historia clínica).
6) Lectura (se cuentan escólex)
Parásitos: Moniezia sp se pesa, el resto de nematodos se cuentan en una caja de petri volcando de a poco el contenido y observando, se puede ademas identificar por género y sexo. Si hay mucha carga se puede diluir en un volumen conocido.
En ciego y colon encontramos Oesofagostomum y Trichuris (adheridos a la mucosa). Se limpia el I.G, se diluye y disgrega la M.F para colarla e identificar los nematodos. Los Trichuris se pueden contar directo en el intestino. Cavidad torácica
1) Apertura de costillas y mediastino:
Ej: Metastrongylidae e hidatide (pulmón), o Filarias (corazón), Dictyocaulus viviparus (pulmón) se puede contar y dosificar el establecimiento. Dioctophyme renale (pequeños) se pude diagnositcar por ecografía.
En Cráneo podemos encontrar Oestridae (cavidad nasal) o Coenuro (cerebro)
En Hígado fasciolas en conductos biliares o inmaduras y sus trayectos. (Para contar las formas juveniles se cota el hígado en trozos pequeños y se estrujan en un balde con agua, luego de un tiempo sedimentan.), tmb. Quiste hidático, Cisticercus tenuicollis, Thysanosoma actinioides son de hígado pero miran post-mortem hacia I.D.
8 - Colecta y remisión de materiales para diagnóstico parasitológico
-Normas generales:
Identificar.
Datos: edad, categoría, tipo de explotación de origen de los animales, nombre del propietario, del veterinario actuante, celular, correo electrónico, diagnóstico presuntivo, tratamientos.
Utilizar material limpio y seco.
Los envases deben ser irrompibles, herméticos y de dimensiones adecuadas. También bolsas de polietileno.
El tiempo entre la obtención de la muestra y su llegada al laboratorio no debe ser más de 24 - 48 h.
-Análisis coproparasitario:
Objetivo:
-Diagnóstico de enfermedades parasitarias en ovinos y bovinos.
-Establecer correctas estrategias de control parasitario en su establecimiento.
-Monitorizar la carga parasitaria de los animales a través de (H.P.G).
Extracción de la materia fecal:
HERBIVOROS:
- Enfundarse la mano con bolsa de nylon limpia a manera de guante
- Directamente del recto de los animales.
- Cantidad de materia fecal a extraer: OVINOS, CAPRINOS: 15-20 gramos aprox.
BOVINOS, EQUINOS: 50 gramos aprox, 1 o 2 boñigas (Eq humedecer el exterior de bolsa)
- Reversión y cierre de la bolsa (sin aire)
SUINOS: 1/2 deposición o menos del recto o del suelo.
CARNÍVOROS:
- Para examen directo de m. fecal:
Se puede utilizar la mf que queda en el termómetro durante la rutina clínica (extensión simple). O del recto con el dedo.
- Para examen indirecto: Se requiere materia fecal recién emitida de forma natural.
Se puede tomar 1 deposición, o deposiciones seriadas por 5 días.
Precaución: Esterilizar M.F con calor húmedo y formol.
AVES:
- Explotaciones industriales: Necropsia de aves muertas o enfermas. M.F obtenida de necropsia.
- Palomas mensajeras o aves de valor (canoras): Materia fecal recién emitida y recogida sobre un trozo de nylon que se coloca en el piso de la jaula (individual o pool grupal).
1 deposición o de varias aves dependiendo el caso.
-Muestreo:
- INDIVIDUAL (1 bolsa por animal).
- Para la determinación de la población parasitaria en un grupo de animales. Utilizar un porcentaje del total (3 -10%).
Identificación:
- Especie y categoría.
- No caravana, no muestra.
- FICHA: (datos mínimos)
- Fecha y hora de extracción
- Establecimiento, Nombre del propietario, Paraje, Sec. Policial, Departamento, etc.
- Dosificaciones anteriores: fecha y producto químico utilizado
- Nombre del Veterinario, dirección de correo, celular, etc.
- Diagnóstico presuntivo,
- Examen que solicita.
Acondicionamiento para el traslado al laboratorio:
- Enviar las muestras de materia fecal REFRIGERADAS (NO CONGELADAS)
- Enviar en cajas conservadoras de espuma plast con refrigerantes y sellar la tapa con cinta alrededor
- Identificar la caja conservadora con nombre, dirección y teléfono del remitente.
- Deberán llegar al laboratorio en lo posible, dentro de las 24 h posteriores a la extracción. Si ponemos el material en bolsas hay que quitar aire para evitar eclosión de los huevos a larvas. Si colocamos la conservadora en la heladera debe estar abierta.
* Para equinos también cinta engomada, hisopo o plaeta / espatula engomada. Se envía en un tubo tapado o en lámina.
-Análisis sanguíneos:
Objetivos: Identificación de parásitos: Protozoarios (babesias, trypanosomas, etc.) / Larvas de nematodes (Microfilarias),cuantificación para determinar parasitemia.
Extracción: Rum y Sui: Yugular (ov,bov,sui), coccígea (bov), venas marginales de la oreja ( Sui) o cola (Sangre periferica bovinos para hemoparasitos).
Pequeño animales: Yugular, cefálica, safena, femoral.
Equinos: Yugular
Conejos: Vena marginal de la oreja
Aves: Vena radial-axilar
Remisión: Con anticoagulante (EDTA, Heparina, etc) para frotis fino o grueso, PCR, etc. Con refrigeración.
Sin anticoagulante para serología. Correctamente rotulados y embalados.
Remisión:
Frotis: Portaobjetos de puntas recortadas, se usa mucho a campo (Fijarlos previamente al envío con alcohol metílico.
Envío: En caja para portaobjetos, sino separado por portaobjetos enfrentados con escarbadientes, fósforos, y pegados con cinta al rededor.
Muestras: Individuales, en caso de frotis conviene hacer más de uno por animal.
-Extracción de orina:
Con sondaje y remisión en frascos con tapa rosca. 10-15 mL. Correcta identificación, envío refrigerado.
-Examen dermatologico:
Raspaje: ácaros de la sarna
Profundo: hasta sangrado, sarna sacróptica, apretando folículos para sarna demodéctica.
Superficial: sarna psoroptica y choripticas.
Remisión: En portaobjetos o placas de petri, agregado de vaselina o glicerina para que no se seque.
*Muestreo individual, conviene más de uno por animal.
Pulgas y piojos: manual, peine fino o pinzas. Pelos con huevos (liendres) (Aletargarlos con alcohol en un algodón).
Remisión: en recipientes herméticos con alcohol al 70 % o 95%. Biopsias en frasco con formol al 10 %.
-Dípteros: (adultos y larvas): Extracción: con pinzas (larvas).
Remisión: Alcohol 70% o 95%.
-Garrapatas:
Extracción manual o con pinza. Teleóginas u otros estadios ingurgitados salen fácil. Ideal obtener teoleoginas de los bovinos con problemas de resistencia.
Remisión: Alcohol 70% o 95%. Para pruebas de eficacia o sospechas de resistencia, en tubos herméticos con pequeños orificios en la tapa, nunca envases de vidrio ni cartón (frágil).
Se envían de 50-100 teleóginas para los múltiples análisis, se pueden refrigerar si no se envían inmediatamente (4 ºC) para que no desoven.
-Formas adultas de endoparásitos:
Limpieza y agitado con agua o suero.
Remisión: En formol 10% o alcohol 70% o 95%.
-Necropsia: Animal entero: envueltos en bolsas de polietileno, plastillera o arpillera, refrigerados y envío inmediato, congelado como última opción.
Órganos: En frascos de boca ancha o bolsas de polietileno, refrigerados, congelados o con formol al 10%.
Improntas de órganos:
- Se toma con pinza trocitos de órganos, sobre portaobjetos limpio y desengrasado, se dan toques o se desliza el órgano, haciendo un extendido delgado.
- Se seca por agitación y se fija con alcohol metílico durante 2 minutos.
- Se remite identificado. Se adjunta protocolo
-DIAGNOSTICO DE TRICHOMONAS:
Raspado prepucial con raspador y colocación en medio de cultivo, también secreciones genitales o fetos abortados.
Método: (Ayuno sexual del toro de por lo menos 10 días)
ASPIRACIÓN: Con pipeta de Bertlett modificada, pistoleta de Cassau con vaina azul
RASPADO: Con raspadores de bronce, de resorte, de plástico. / Ayuno hídrico de 12 horas.
LAVADO: Infusión prepucial con PBS, masajeo y recolección del mismo. / Ayuno hídrico de no menos de 24 horas.
Medio de transporte: (Según el laboratorio) - Sol. Salina tamponada de Sorensen, esterilizada a pH= 7,4
- PBS (lavado prepucial)
Medio de cultivo: (Según el laboratorio) - Sutherland modificado
- Diamond
- Plastridge, etc
-MUESTREOS:
Individuales, para un único animal o por canil (en criaderos de perros).
Poblacional: Representativo de la majada o categoría a muestrear. (3-10 %).
Identificación de la muestra con rotulo ( especie,sexo,categoría, caravana, tatuaje, chip, propietario,fecha de extracción y fecha de remisión, indicar si es peligroso.
Se debe hacer con marcador indeleble.
El protocolo o solicitud a lápiz, se coloca dentro de bolsa de nylon o se envía pegado en la tapa de la conservadora. Este contiene historia clínica, desparastiaciónes previas, alimentación, otros datos de interés.
Importante: explicitar el tipo de análisis a realizar, tipo de sospecha o parásito que se busca.
9 - Técnicas de diagnóstico coprológico
Métodos de enriquecimiento y examen directo (no es un método de enriquecimiento).
Métodos que CONCENTRAN los diferentes elementos
parasitarios (huevos, ooquistes, larvas, etc.) presentes en la materia fecal en la parte superior o inferior de un recipiente, dependiendo de la DENSIDAD de la solución que se utilice y del tipo de elementos parasitarios a estudiar.
SEDIMENTACIÓN:
PRINCIPIO: Se basan en la concentración en el fondo de un recipiente de los huevos, larvas, ooquistes o parásitos, utilizando soluciones de menor peso específico. Ej. AGUA.
APLICACIÓN:
Diagnóstico de huevos de parásitos que no floten en soluciones de baja
densidad (ej. NaCl), como huevos de tremátodos (Fasciola hepatica).
- Recuperación de parásitos (enteros o fragmentos) del contenido de distintos órganos. Ej. Autopsias parasitarias, nemátodos pulmonares, inmaduros de Fasciola hepatica en parénquima hepático.
- Recuperación de larvas en materias o pasturas.
FLOTACIÓN: Se usan soluciones más densas que los huevos, por lo que estos flotan. Son para TOCHO generalmente.
Son: Cualitativos: Sedimentación simple(sedimentación), Willis(flotación), Happich y Boray (puede ser cuantitativo,sedimentación), y Cuantitativos: Mc Master (flotación)
EXAMEN DIRECTO: Se coloca una gota de suero y se homogeniza con una pequeña porción de materia fecal. (Da falsos -). Se observa al microscopio. Más que nada en carnívoros.
9 - Técnicas de diagnóstico coprológico
MC MASTER
Flotación cuantitativa: Se usan soluciones más densas que los huevos, por lo que estos flotan. Son para TOCHO. Flotación de huevos en una solución de densidad >1.20. Son utilizados para determinar la cantidad (APROXIMADA) de huevos u ooquistes eliminados en la materia fecal. (Rumiantes y eventualmente equinos a campo libres)
Se mide la cantidad por gramo de materia: HPG – OPG
MC MASTER:
Se usan dos cámaras:
- Mc. Master modificadas: OVINOS
- Mc. Master modificadas: BOVINOS
-La diferencia entre ambas cámaras es el volumen que cargan, a mayor volumen mayor
“sensibilidad”.
Volumen total: 0,3ml (0,15 x 2 celdas): Cámara OVINOS
Volumen total: 2ml (0,5 x 4 celdas): Cámara BOVINOS
1) 1gr. mat. fecal en 14 ml de
solución= 15 ml (Para cámara de OVINOS)
1gr. mat. fecal en 19 ml de
solución= 20 ml (para cámara de BOVINOS)
2) Filtrado con filtro de 0,5 mm de apertura
3) Cargar la cámara con el filtrado
4) Contar: 2gms……30 cc / 1 gm……15 cc / Vol. de cada celda 0,15 cc (Ovinos)
2 gr …… 40 cc / 1 gr ……. 20 cc / Vol. de cada celda 0.5 cc (Bovinos).
Para una sensibilidad mínima de 100 h.p.g. Total de huevos en una sola cámara x 100.
Se cuantifican solamente los huevos de Strongylideos indiferenciables. (TOCHO)
Los demás solo se informan en los resultados (+++).
Interpretación: Tener en cuenta que el resultado YA ESTÁ. Tenemos hpg’s individuales
del muestreo (por ejemplo 10 animales del lote), y podemos
establecer promedios, MG, etc. Se interpreta teniendo en cuenta la triada epidemiológica, sobre todo características como: especie, categoría o edad, parasito y potencial biótico, época del año, hipobiosis, estado nutricional e inmunológico.
9 - Técnicas de diagnóstico coprológico
HAPPICH Y BORAY
HAPPICH Y BORAY:
Técnica a de sedimentación tiempo controlado. Fundamento: los huevos de Fasciola hepática y Paramphistomum sedimentan a 10cm/min en agua. Se usa como método cualitativo, aunque también se podría usar de forma cuantitativa.
1) Colocamos 10-20g de materia fecal y agua con jabón en un mortero y maceramos
2) Hacemos doble filtrado
3) Se coloca en un tubo de 30cm y se completa con agua
4) Se deja reposar 3 minutos
5) Descartamos en sobrenadante, dejando 1cm de sedimento
6) El sedimento se pasa a un nuevo tubo de 20cm, se homogeniza y se deja 2 mins
Al sedimento se pasa a una placa de Petri y se agrega 1 gota de azul de metileno, el cual
coloreará los detritos de color azul, dejando los huevos de color amarillo. Se ve al m.o.
9 - Técnicas de diagnóstico coprológico
SEDIMENTACIÓN SIMPLE:
SEDIMENTACIÓN SIMPLE:
Sedimentación: Para los huevos de Trematodos que son > a las densidad del agua, por lo que sedimentan. Permite procesar mayor cantidad de M.F, más probabilidad de encontrar huevos, lleva más tiempo.
Simple:
1) Colocar 10-20g materia fecal en un mortero y macerar con agua con detergente
2) Hacer doble filtrado (común para estratos groseros, y uno de Mesh para los menores)
3) El filtrado se pasa a una copa de sedimentación y se completa con agua
4) Homogenizar con varilla de vidrio y dejar +5min reposar
5) Descartamos en sobrenadante con bomba de vacío
6) Pasamos lo restante a una nueva copa más pequeña y dejamos reposar
7) Volvemos a sacar el sobrenadante y colocamos en sedimento en un tubo.
9 - Técnicas de diagnóstico coprológico
MÉTODO DE BAERMANN ( RECUPERACIÓN DE LARVAS)
Recuperación de larvas. Se basa en el fundamento del hidrotropismo positivos de las larvas.
Se usa principalmente para el diagnóstico de dictyocaulosis (L1) o nematodes GI (L3) que se encuentran en las heces.
1) En un filtro se agregan unos 10-20g de materia fecal y este se coloca dentro de un embudo con agua por no más de 12 hs (para que no eclosionen y no se mezclen con otras larvas en el caso de diagnostico de Dictyocaulosis). Lo ideal son entre 4-6 hs.
2) Por sedimentación las larvas estarán en el fondo del embudo, pasaremos este sedimento a un tubo.
3) Colocamos el tubo con 5-10cm2 y las colocamos en la heladera para enlentecer los movimientos de
las larvas.
4) Sacamos el sobrenadante y tomamos una gota del sedimento para ver al m.o.
Si son L3 de nematodos GI vamos a tener que diluir por la alta carga larvaria
Si son Nematodes pulmonares, le agregaremos una gota de lugol para inmovilizar y poder distinguir
más las larvas.
9 - Técnicas de diagnóstico coprológico
COPROCULTIVO:
Recuperación de larvas. Brindar condiciones ambientales necesarias para el desarrollo desde el huevo
hasta la L3 (para luego identificar su género). O2, temperatura (25-27 °C), humedad, tiempo (7 días), sustrato (alimento). No se hacen coprocultivos individuales sino por lotes de hpg ya que los animales están expuestos a los mismos parásitos.
Técnica de Corticelli & Lai
1) Colocar materia fecal en una placa de petri de 10cm
2) Se coloca dentro de otra placa de Petri de 15cm y se rodea con agua
3) Se envía a estufa durante 7 días, teniéndose que destapar durante 1 hora todos los días para oxigenar
4) Se saca de la estufa, se descarta el agua de la caja grande, y se coloca la placa de 10cm dada vuelta
sobre la otra tapa (invertida)
5) Se agrega agua en la tapa y se deja 12-24hs, larvas irán al agua por su hidrotropismo positivo.
Técnica de Roberts O’Sullivan es el mismo fundamento pero el frasco es más grande y el agua se agrega dentro.
6) El agua se toma con una pipeta y se pone en un tubo de ensayo. Colocándose en heladera durante 2 hs.
7) Luego se desecha el sobrenadante y el sedimento se coloca una gota en el portaobjetos + 1 gota de lugol para inmovilizarlas y poder observar al m.o.
Sustratos: vermiculita de piedra volcanica triturada, es caro pero muy bueno consrvando la húmedad, cascara de arroz estéril, viruta de madera blanca estéril, M.F de equinos estéril de parásitos, aporta fibra, sustrato y correcta oxigenación (más usado).
Identificación de las larvas:
- Largo de COLA DE LA VAINA (Corta, Mediana, Larga) Cola corta: Trichostrongylus / Ostertagia
Cola mediana: Cooperia / Haemonchus
Cola larga: Oesophagostomum
- Largo TOTAL de la L3
- Forma de cola
- Número de células intestinales. (no importante en rumiantes).
Larvas 1-2, no tienen doble cutícula y son más chicas, presentan bulbo esofágico.
Interpretación: Contamos 100 larvas idealmente, realizamos porcentaje y lo relacionamos al Mc Master.
10 - Técnicas de diagnóstico parasitario (no coprológicas).
Técnicas de diagnostico no coprológico:
El diagnostico puede estar precedido por una serie elementos que direccionan/ayudan a encontrar el presunto agente. Estos son la epidemiología, anamnesis, historia clínica.
DIRECTOS:
Son aquellas pruebas que ponen en evidencia el agente parasitario.
-Necropsia parasitaria: Pone en evidencia los distintos tipos de parásitos que pudieron causar la muerte o se utiliza para diagnosticar un problema general del rodeo.
Se puede encontrar parásitos en los distintos órganos, principalmente helmintos, que pueden ser formas adultas o juveniles de nematodes, treamatodes adultos o juveniles, y cestodes o metacestodes. En algún caso particular larvas de dipteros (Gasterophilus).
-Helmintos en vómito y diarrea, principalmente en pequeños animales pueden ser usados para identificación del parasito, podemos conservarlos en formol al 10% o alcohol 75% o 95%.
-Artrópodos, se pueden extraer para su identificación bajo el microscopio o a simple vista. Se realizan raspajes para la identificación de ácaros de la sarna o un hisopo en el caso de ácaros del canal auditivo, donde se ven al microscopio.
-Raspaje prepucial o lavado prepucial, exudado vaginal para la identificación de Trichomona foetus. Se envía la muestra en un medio de transporte y frasco oscuro. Se realiza una tinción y observamos al microscopio.
-Muestras de orina para observar al microscopio, identificación de huevos de Dioctophyma renale y de Capillaria plica.
- Ecografías, para identificación de Dioctophyma renale, o Quistes hidáticos.
-Frotis sanguíneo, identificación de hemoparásitos (Babesias y Anaplasma), muestras con anticoagulante.
–Biopsia de distintos órganos, con tinciones que permitan ver los agentes (Leishmania, Toxoplasma, Neospora, Sarcocystis, etc)
-Impronta de órganos en portaobjetos para visualización al microscopio.
-Inmunohistoquimica (IHQ).
-Digestión peptídica de tejidos (Trichinella)
-Detección de microfilarias
INDIRECTOS:
-Sangre con anticoagulantes para fórmula sanguínea.
-Sangre sin anticoagulantes para enzimas hepáticas, pepsinógeno, Anticuerpos (Suero).
Los anticuerpos se detectan con técnicas como ELISA, Aglutinación, Inmunofluorescencia entre otras, sirve para detectar Babesias, Anaplasma, Toxoplasma, Neospora, Leishmaniasis, entre otras.
9 - Técnicas de diagnóstico coprológico.
Técnica de Willis
eadasfa
