Maturation et régulation post-transcriptionnelle des ARN Flashcards

1
Q

Étapes majeures de la maturation des ARNm eucaryotes

A
  • Transcription
  • Adjonction de la “coiffe” et polyadénylation
  • Épissage
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Q

Structure de la coiffe

A
  • À l’extrémité 5’
  • 7-Méthyl guanosine ajouté via pont 5’-5’ triphosphate
  • Ajouté avant que l’ARNm n’atteigne 30 nt de longueur
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3
Q

Enzymes responsables de l’ajout de la coiffe

A
  • RNA triphosphatase
  • guanylyl transferase (partie GMP de GTP)
  • Methyltransferase (adds a methyl group from AdoMet
  • Methyltransferase (adds another methyl
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4
Q

Fonctions de la coiffe

A
  • Protège l’ARN de la dégradation par exonucléases 5’-3’
  • Aide dans l’Exportation des ARNm du noyau
  • Augmente efficacité de traduction de l’ARNm
  • Contribue à l’épissage approprié de l’ARNm
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5
Q

Polyadénylation à l’extrémité 3’ des ARNm

A
  • Pré-ARNm eucaryotes ont région 3’ variable (terminaison de transcription imprécise).
  • L’ajout d’une queue poly-A (~250nt) permet de corriger ces différences dans l’ARNm mature.
  • Ajouté via 2 réactions:
    -Clivage 10-35nt après AAUAAA ou <50nt avant le site G/U riche.
    -Synthèse de chaîne poly-A par la poly-A polymérase (PAP)
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6
Q

Fonctions de la polyadénylation

A
  • Protège l’ARNm de la dégradation
    par exonucléases 3’®5’. (la chaîne poly-A raccourcit durant la vie de l’ARNm).
  • Peut stimuler la traduction dans certains systèmes. (circularisation de l’ARNm via interaction avec coiffe)
  • Aide dans l’exportation des ARNm du noyau.
  • Sur d’autres types d’ARN (i.e. tRNA, snRNA, rRNA, snoRNA, ARN bactériens), l’ajout de poly-A peut cibler la dégradation via l’exosome/dégradosome.
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7
Q

Mécanisme moléculaire de l’épissage

A
  1. Groupe 2’-OH d’un résidu A spécifique d’un intron produit une attaque nucléophile sur le phosphate en 5’ à la frontière en 5’ de l’intron pour donner une liaison 2’,5’-phosphodiester inhabituelle et sond une structure en lasso
  2. Le groupe 3’-OH libre forme une liaison 3’-5’-phosphodiester avec le résidu en 5’ terminal de l’exon 3’, épissant ainsi les deux exons et libérant l’intron sous forme d’un lasso
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8
Q

Splicéosome

A

Splicéosome
*Complexe RNP formé de >100protéines et 5 petits ARNs. *Formé de 5 sous-complexes snRNP,
recrutés de manière dynamique au
cours du ‘cycle de l’épissage’
*Métalloenzyme qui coordonne deux
ions Mg2+ au site actif.

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9
Q

Type Épissage alternatif

A

a) SÉlection de site d’épissage alternatif en 5’
b) Sélection de site d’épissage alternatif en 3’
c) Inclusion ou exclusion d’exon ‘cassette’
d) Exclusion ou rétention d’un intron

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10
Q

Back-splicing

A

Épissage alternatif qui peut mener à la production d’ARN circulaire

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11
Q

Trans-régulater

A

Protéine ou ARN qui reconnait les éléments Cis (Épissage, Polyadénylation, Traduction, localisation, stabilité)

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12
Q

Recrutement des facteurs de maturation des ARN via l’interaction avec l’ARN pol II

A

Domaine C-terminal (CTD) de RPB1 de l’ARN Pol II eucaryote:
-Séquence heptapeptidique YSPTSPS répétée (26x levure, 52x humain) et phosphorylée sur résidus Sérine, Thréonine et Tyrosine.
-La phosphorylation de ces résidus est dynamique durant la transcription et permet le recrutement de Trans-régulateurs impliqués dans la maturation des ARN.

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13
Q

Rôle du CTD de l’ARNP

A

Recrutement des complexes de remodelage (capping complex et splicing complex)

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14
Q

mécanisme alternatif de ciblage protéique

A

Localiser et traduire l’ARNm dans une région spécifique de la cellule

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15
Q

Avantages de localiser les ARNm

A
  • Économie d’énergie. Une molécule d’ARNm peut générer beaucoup de copies de protéines.
  • Empêche la protéine d’aller dans un compartiment inapproprié.
  • Capacité à moduler composition protéique localement en réponse à l’environnement.
  • Assemblage co-traductionnel de complexes protéiques.
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16
Q

Technique d’hybridation in Situ

A
  1. Préparation de sondes ARN ou ADN complémentaires à l’ARNm cible:
    - Incorporation de nucléotides marqués
    - Permet reconnaissance par l’Ac dirigés contre la marque
  2. Hybridation de la sonde sur tissus, cellules ou organismes fixés et perméabilisés
  3. Ajouter l’Ac qui reconnait la marque sur la sonde. Ac souvent conjugué avec enzyme permettant amplification du signal
  4. Incubation avec substrat chromogénique ou fluorescent
17
Q

Grandes étapes de la localisation des ARNm

A
  1. Deux ARNm encodés par des gènes fonctionnellement reliés (G1 and G2). 2. Un facteur protéique reconnait des éléments de régulation en cis dans ces ARNm (e.g. séquence primaire ou structure secondaire).
  2. Les ARNm sont exportés du noyau au cytoplasme.
  3. Ensuite, ils sont transportés au cortex pour être traduits localement. Les protéines encodées s’associent en complexe.
  4. Les ARNm pourraient aussi jouer un rôle non-codant (e.g. fonction d’échafaudage).
  5. Les sites de localisation des ARNm pourraient aussi servir de sites de storage de transcripts prêts à être traduits.
18
Q

Ribosome

A

Démontre que les ARN ribosomaux forment une portion majoritaire du ribosome (2/3 de la masse).
* Protéines ribosomales surtout à la surface externe, alors que centre catalytique pour l’activité peptidyl transferase est principalement formé d’ARNr.

19
Q

Régulation des aRN ribosomaux procaryote

A
  • Les ARNr sont encodés par les Opérons rrn, qui contiennent une copie de chaque gène d’ARNr (5S, 16S et 23S) et jusqu’à 4 copies de gènes encodant des ARNt.
  • ARN primaire polycistronique clivé en pré-ARNr par endonucléases (ARNase III, P, E, F).
  • La maturation finale des pré-ARNr implique clivage par ARNases secondaires (D, M16, M23, M5) et se fait après association avec protéines ribosomales.
  • Les ARNr 16S et 23S sont flanqués de séquences complémentaires permettant la formation de structures tige boucle.
  • Cette portion d’ARN double brin est clivée par l’ARNase III qui coupe spécifiquement l’ARN double brin.
20
Q

Régulation des ARN ribosomaux Eucaryotes

A
  • Les gènes ARNr répétés plusieurs centaines de fois dans le génome au niveau du nucléole. (Transcrits par l’ARN polymérase I).
  • Synthèse d’un ARNr précurseur et
    étapes de clivage dans le nucléole.
  • Étapes de maturation dictées par petits ARN nucléolaires (snoARN).
  • Maturation du transcrit primaire des ARNr nécessite modifications par les snoARNs.
  • Les snoARNs sont des petits ARN de 60-100 nt qui dérivent des introns des ARNm.
  • Les snoARNs s’apparient à des sites spécifiques sur pré-ARNr et guide 2 principaux types de modifications:
  • Méthylation sur 2’OH du ribose.
  • Pseudouridylation de certaines Uridines.
  • Ces modifications vont dicter étapes de maturation du pré-ARNr.
  • L’ARNr 5S est transcrit par l’ARN
    polymérase III dans le nucléoplasme.
21
Q

Auto-épissage

A
  • ARNr 26S du protozoaire Tetrahymena.
  • Introns de type I sont des ribozymes.
22
Q

Maturation des ARN de transfert

A
  • Les ARNt matures font ~80nt, avec structure en forme de trèfle.
  • Transcrits par l’ARNP III sous forme de longs précurseurs, excès d’ARN enlevé aux côtés 5’ et 3’.
  • Chez procaryotes, environ 60 ARNt organisés seuls ou agrégats dans le génome (certains dans opérons d’ARNr).
  • Chez eucaryotes, plusieurs centaines de gènes d’ARNt organisés seuls (certains contiennent un petit intron).
  • À part l’épissage, le processus de maturation est semblable chez procaryotes et eucaryotes.
23
Q

Étapes de la maturation des ARN transfert

A
  • Étape 1: coupure du côté 5’ par l’ARNase P (enzyme formé de sous-unité catalytique ARN: ribozyme).
  • Étape 2: clivage du côté 3’ par ARNases. (3’tARNses chez eucaryotes).
  • Étape 3: ajout de la séquence CCA à l’extrémité 3’ par tRNA nucléotdidyl transférase. Site ou les acides aminés seront attachés.
  • Modifications de plusieurs bases par méthylation, conversion d’adénosines en inosines et de pseudo-uridylations (ψ).
24
Q

Phénomène d’interférence par ARN

A

L’interférence par ARN (RNAi) est un processus par lequel de petites molécules d’ARN , de source exogène ou endogène, peuvent moduler l’expression génique, typiquement en causant la dégradation ou l’inhibition d’un long ARN complémentaire.

25
Q

Mécanisme des ARN interférents

A
  • Étape 1: coupure d’un ARN double brin (dsRNA) précurseur en petits ARN interférents [short interfering RNA (siRNA)] de 21-23 nt par l’enzyme Dicer.
  • Étape 2: Incorporation des siRNA dans complexe RISC (RNA-Induced Silencing Complex). Le RISC contient une protéine de la famille Argonaute.
  • Étape 3: Association du complex RISC avec ARNm cible via appariement avec siRNA.
  • Étape 4: Clivage de l’ARNm cible via l’actvité endonucléase du RISC (conféré par protéine Argonaute).
26
Q

Outil de recherche: interférence aux ARN

A
  • Identifie les gènes impliqués dans différents processus biologiques
  • Des collections d’ARN interférents (ou leurs précurseurs) sont organisées en plaques multi-puits.
  • Dans chaque puits, on traite nos cellules/organismes avec un siARN différent spécifique pour un ARNm précis.
  • Ensuite on détermine les conséquences du traitement sur le processus biologique qui nous intéresse (par exemple: marquage des cellules par immunofluorescence, viabilité ou comportement de l’organisme, etc).
27
Q

Mécanismes d’action des miARNs

A
  • Appariement imparfait
  • Appariement parfait
28
Q

Appariement imparfaits des miARNs

A

Inhibe la traduction de l’ARNm en protéine

29
Q

Appariement parfait des miARN

A

Induit la dégradation de l’ARNm cible

30
Q

CRISPR

A

Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats.

31
Q

Cas

A

gènes encodant protéines régulatrices (nucléases, polymérases, hélicases, etc).

32
Q

Mécanisme d’Action du système CRISPR/Cas

A
  • Immunisation: Après infection avec ADN exogène (e.g. virus, plasmide), un complexe de protéines Cas reconnait l’ADN étranger. Ceci permet d’intégrer un nouvel élément ‘espaceur’, dérivé de l’ADN étranger, dans le locus CRISPR à l’extrémité L.
  • Immunité : Lors de la trancription du locus CRISPR, l’ARN précurseur (pre) est clivé en petits ARN (crARN), qui sont utilisés pour guider la machinerie Cas vers l’ADN étranger, afin de l’inactiver.
33
Q

Système CRISPR/Cas pour éditer les génomes

A
  • On peut utiliser le système CRISPR/Cas pour induire des cassures ADN double-brin à des endroits précis du génome. On peut ensuite prendre avantage des mécanismes endogènes de réparation de l’ADN pour modifier la séquence du génome.
  • Approche utilisée pour corriger défaut génétique d’un modèle murin de Dytrophie Musculaire de Duchenne.