BCG Flashcards

1
Q

Plasmide

A

als Vektoren eingesetzt

  • Zirkuläre DNA, 2-15 kb
    mit: Replikationsursprung, Resistenzgen, Klonierungsstelle

es gibt low copy (
und high copy (

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2
Q

Bakteriophagen

A

Bakteriophagen,meist kurz als Phagen bezeichnet,
sind bakterienspezifische Viren, die sich auf
Kosten der Bakterien vermehren
Dazu schwimmt
der Phage im Kulturmedium, bis er auf ein Bakterium
trifft, das er infizieren kann, um dann dessen
Vermehrung lahmzulegen und es stattdessen dazu
zu bringen, viele neue Phagen zu produzieren. Am
Ende lysiert, d. h. zerplatzt das Bakteriumund setzt
die neuen Phagen ins Kulturmedium frei, wo der
Spaß aufs Neue beginnt.
Phagen sind, anders als die Plasmide, kein Bestandteil
des Bakteriums, sondern eigenständige
(Halb-)Organismen.

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3
Q

LB-Medium

A

steht für: (engl. lysogeny broth)
Hefeextrakt (5 g/l)
Trypton (10 g/l) (Gemisch aus Peptiden und Aminos.)
Natriumchlorid (0,5–10 g/l)

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4
Q

Agar

A

auch Chinesische oder Japanische Gelatine genannt, ist ein Galactose-Polymer (ein Polysaccharid), das Gallerte bilden kann. Die Grundeinheiten des Agars sind Agarose und sulfatiertes Agaropektin.

Als Nährmedium:
Da die Mikroorganismen sich nicht frei im Medium verteilen können, bilden sie bei ihrer Vermehrung um jeden auf oder im Nährmedium befindlichen Mikroorganismus eine sichtbare Kolonie.

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5
Q

Plasmid-Präparation

A
  1. Im ersten Schritt stellt man ein krudes
    Bakterienlysat her, indem man die bakterielle Zellwand mehr oder weniger elegant knackt und die
    so entstandene Brühe einer ersten Reinigung unterzieht. –> Bspw. Alkalische Lyse

Dabei entledigt man sich eines Großteils
der bakteriellen Proteine und Membranen, wobei
man gleichzeitig das bakterielle Genom los
wird, weil die chromosomale DNA aufgrund ihrer
Größe, Struktur und Verankerung gemeinsam mit
den Zellresten abzentrifugiert wird

endgültige Reinigung derDNA, beiderman
sich der RNA und der verbliebenen Proteine entledigt,
findet in einem zweiten, separaten Schritt
statt;

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6
Q

high und low copy Plasmide

A

Die Plasmidkopienzahl beschreibt die Zahl an Plasmiden einer Art pro Zelle.
Der Replikationsursprung entscheidet über die
Zahl der Plasmidkopien, die ein Bakterium enthält.
Sind es weniger als zwanzig, bezeichnet man
es als low-copy-Plasmid, während richtige highcopy-
Plasmide in mehreren Hundert Kopien je
Bakterium vorliegen können. Üblicherweise verwendetman
high-copy-Plasmide, weil die Ausbeute
bei Plasmidpräparationen höher ist, doch kann die
große Kopienzahl manchmal hinderlich sein.

Man unterscheidet zwischen
low-copy Plasmidkopienzahl zwischen 1 und 12 pro Zelle
medium-copy Plasmidkopienzahl zwischen 15 und 20 pro Zelle
high-copy Plasmidkopienzahl zwischen 20 und 700 pro Zelle

Die Unterschiede in der Kopienzahl entstehen durch die unterschiedliche Funktionsweise des origin of replication und der in ihm codierten Gene.

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7
Q

Genexpression

A

auch kurz Expression oder Exprimierung, bezeichnet, im weiten Sinn, wie die genetische Information – eines Gens (Abschnitt der DNA) – zum Ausdruck kommt und in Erscheinung tritt, also wie der Genotyp eines Organismus oder einer Zelle als Phänotyp ausgeprägt wird.

Im engeren Sinn wird unter Genexpression die Biosynthese von Proteinen anhand der genetischen Information mitsamt allen dafür nötigen vorangehenden Prozessen verstanden, beginnend mit der Transkription als Synthese von RNA.

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8
Q

Endonukleasen

Restriktionsendonuklease

A

Nuklease/Enzyme für Abbau von Nukleinsäuren, die ein Substrat (DNA und/oder RNA) durch Spaltung einer inneren Phosphodiesterbindung abbaut, also nicht endständig spaltet. Das bedeutet auch, dass im Gegensatz zu Exonukleasen als Reaktionsprodukte kein einzelnes Nukleotid, sondern immer Mehrfachnukleotide entstehen.

Restriktionsenzyme, genauer auch Restriktionsendonukleasen (REN), sind Enzyme, die DNA an bestimmten Positionen erkennen und schneiden können. Restriktionsendonukleasen treten unter anderem in Bakterien und Archaeen auf[1] und dienen dort der Phagenabwehr. Die Restriktionsenzyme erkennen fremde DNA am fehlenden Methylierungsmuster oder an einer sonst nicht vorkommenden DNA-Sequenz und hydrolysieren dann die Fremd-DNA.

Diese Schnitte im Zucker-Phosphat-Rückgrat der DNA ent-stehen jedoch nicht beliebig, sondern nur an Stellen mit genau definierter DNA-Sequenz (Restriktionsendo-nucleasen), die für jedes Enzym spezifisch ist. Diese Sequenzen sind oft sechs Basenpaare lang, es gibt aber zahl-reiche Ausnahmen.

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9
Q

Klonierung

A

Man verdaut Vektor und DNA-Fragment, reinigt
sie, ligiert sie miteinander und transformiert die
wilde Mischung, die dabei entsteht, in Bakterien.
Anschließend muss man nur noch unter den Bakterien
eines mit dem gewünschten Klon selektieren
und fertig ist die Klonierung. Die Schwierigkeiten
liegen im Detail…welcher Vektor, welches DNA-Fragment,

Klonierung (oder Klonieren, engl. molecular cloning) ist in der Molekularbiologie der Überbegriff für Methoden zur Gewinnung und identischen Vervielfältigung von Desoxyribonukleinsäure (DNA). Im Gegensatz zum Klonen, dessen Ziel in der Herstellung genetisch identischer Organismen besteht, beschränkt sich die Klonierung auf die Herstellung identischer Moleküle der DNA.

Beim Klonieren werden sogenannte Vektoren („Genfähren“) verwendet. Diese dienen als Transportmittel zur Übertragung einer bestimmten DNA-Sequenz (genannt Transgen oder engl. insert) in eine Empfängerzelle und dessen Vervielfältigung. Um diese Vektoren für Fremd-DNA aufnahmefähig zu machen, gibt es verschiedene Verfahren:

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10
Q

Restriktion und Ligation

- Klonierung

A

ein Plasmid (beispielsweise pUC19) im Zuge eines Restriktionsverdaus mit Hilfe von speziellen Restriktionsenzymen versetzt geschnitten, so dass überhängende Enden (engl. sticky ends, klebrige Enden) entstehen

der zu inserierenden DNA handelt es sich um ein Fragment, das mit denselben Enzymen aus einem anderen Vektor isoliert wurde, um synthetische DNA mit den passenden Überhängen oder um mittels Polymerase-Kettenreaktion (PCR) aus genomischer DNA oder cDNA amplifizierte DNA.
–> komplementäre Enden an Vektor- und Ziel-DNA

Die zueinander kompatiblen, überhängenden Enden von Vektor- und Ziel-DNA finden sich und hybridisieren miteinander.

Ligation, die durch eine DNA-Ligase (z. B. T4-DNA-Ligase) katalysiert wird, werden die Enden der Einzelstränge miteinander kovalent verbunden

Nach der anschließenden Transformation werden rekombinante Bakterien durch Plattieren auf Agarplatten mit einem geeigneten Antibiotikum selektioniert. Wenn die Vektoren dies erlauben, werden mittels Blau-Weiß-Screening Kolonien ausgemustert, die kein Insert enthalten. Auch damit ist noch nicht gesichert, dass alle anderen Kolonien das gewünschte Insert enthalten. Daher wird die DNA einzelner Kolonien mittels Restriktionsverdau oder Kolonie-PCR charakterisiert.

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11
Q

colony PCR

A

molekularbiologische und biochemische Methode zum Nachweis von bestimmten DNA-Sequenzen in Kolonien von Bakterien oder Pilzen durch eine Variante einer Polymerasekettenreaktion

verwendet als DNA-Vorlage keine gereinigte Plasmid-DNA oder chromosomale DNA, sondern aus dem Kulturmedium entnommene Bakterienkolonien. Bei Plasmiden mit hoher Kopieanzahl reichen bereits wenige Zellen aus

Nach der PCR erfolgt meistens eine Analyse der vervielfältigten DNA per Agarose-Gelelektrophorese, gelegentlich auch eine DNA-Sequenzierung

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12
Q

PCR-Primer

Länge, Schmelztemperatur

A
18-30 Basen, 40-60% Guanin/Cytosin
Schmelztemperatur (Tm) hängt von...
- Anzahl Basenpaare
- Anteil C/G-Paaren
Ionenstäre der Lsg
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13
Q

Entscheidung welcher Vektor bei Klonierung

A

Verdaut man den Vektor mit zwei Restriktionsenzymen,
setzt man ein kleines Stück Polylinker
frei, das bei der anschließenden Ligation stört, weil
so kleineDNA-Fragmenteweit besser in denVektor
ligiert werden als das Fragment, dasman eigentlich
hineinbekommen möchte. Ist das Polylinkerstückchen
kürzer als 10–15 Basen, wird man es bei der
Ethanolfällung los, ist es länger, sollte man das
Vektorfragment über eine Gelelektrophorese

Wenn man den Vektor mit nur einem Restriktionsenzym
schneidet, entstehen zwei kompatible
Enden, die wieder miteinander ligieren können.

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14
Q

ATP

A

Adenosintriphosphat, kurz ATP, ist ein Nukleotid, nämlich das Triphosphat des Nucleosids Adenosin.

Adenosintriphosphat ist der universelle und unmittelbar verfügbare Energieträger in Zellen und wichtiger Regulator energieliefernder Prozesse. Das Molekül des Adenosintriphosphats besteht aus einem Adeninrest, dem Zucker Ribose und drei Phosphaten.

Muss zugegeben werden bei Ligation!
T4-DNA-Ligase funktioniert nur damit.

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15
Q

Aufbau von Plasmiden

A
  • Replikationsursprung
  • Selektionsgen (meist Antibiotikumresistenzgen)
  • Klonierungsstelle (cloning site)

Darüber hinaus kann noch eine Menge
anderer Sequenzen drinstecken, beispielsweise
ein zweiter Selektionsmarker oder ein Promotor
zwecks Expression des eingeschleusten Gens.

  • üblicherweise 2,5–5 kb
    lang, je nachdem, was sie so an Eigenschaften besitzen.

Der Replikationsursprung entscheidet über die
Zahl der Plasmidkopien, die ein Bakterium enthält.
Sind es weniger als zwanzig, bezeichnet man
es als low-copy-Plasmid, während richtige highcopy-
Plasmide in mehreren Hundert Kopien je
Bakterium vorliegen können. Üblicherweise verwendetman
high-copy-Plasmide, weil die Ausbeute
bei Plasmidpräparationen höher ist, doch kann die
große Kopienzahl manchmal hinderlich sein.

Klonierungsstelle enthält Schnittstellen, die
in der Regel nur einmal im Vektor vorkommen.

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16
Q

Blau-weiß-Selektion

A

Prinzip basiert auf der sogenannten Alpha-Komplementierung

E.coli-Bakterien
besitzen ein lacZ-Gen, das die ˇ-Galactosidase
exprimiert, ein Enzym, das den Meisten im Zusammenhang
mit dem lac-Operon bekannt sein
dürfte. Nur wenige dürften allerdings wissen, dass
die ˇ-Galactosidase ein gigantisches Polypeptid
von über 1000 Aminosäuren Länge ist, das nur
als Homo-Tetramer tatsächlich funktionell ist. Die
Region, die für die Assemblierung der Untereinheiten
zuständig ist, liegt im N-terminalen Bereich
des Proteins und lässt sich recht einfach zerstören;
beim Allel lacZM15 wurden die Aminosäuren
11–41 deletiert, was zu einer vollständigen Inaktivierung
des Enzyms führt, weil kein Tetramer mehr
gebildet werden kann. Führt man nun in Bakterien
mit dieser Mutation ein geeignetes Polypeptid von
gerade mal 26 AS Länge ein (das sog. ˛-Fragment),
lässt sich damit das mutierte ˇ-Galactosidase-
Peptid wieder vervollständigen (komplementieren)
und aktivieren. Bei der Blau-weiß-Selektion ist
das Gen für das ˛-Fragment im Klonierungsvektor
enthalten; transformiert man den Vektor in
Bakterien mit dem Genotyp lacZM15 (z. B. die
E.coli-Stämme JM83, JM105, JM109, DH5˛, XL1-
blue oder Top10), so exprimieren die Bakterien
eine funktionelle ˇ-Galactosidase. Die geniale Idee
von Messing (1983) bestand darin, in das offene
Leseraster des ˛-Fragments eine multiple cloning
site (MCS) so einzubauen, dass weder Leseraster
noch Proteinfunktion beeinträchtigt werden. Kloniert
man aber ein DNA-Fragment in die MCS,
wird das offene Leseraster (mit hoherWahrscheinlichkeit)
zerstört und die ˛-Komplementierung
entfällt. Dies erlaubt einem, Vektor mit Insert von
Vektor ohne Insert zu unterscheiden: Bakterien
mit insertfreiem Vektor exprimieren funktionelle
ˇ-Galactosidase und lassen sich blau färben, während
Bakterien mit Insert weiß bleiben.
Für die Blaufärbung verteilt man klassischerweise
50 μl IPTG-Lösung (100mM) und 50–100 μl
X-Gal-Lösung (4 %, in Dimethylformamid oder
Dimethylsulfoxid) auf einer LB-Agar-Platte, bevor
man die Bakterien ausstreicht und über Nacht
inkubiert. Alternativ dazu kann man IPTG und
X-Gal auch direkt in die Bakterienlösung geben,
bevor man sie auf der Platte verteilt.

Das IPTG wird benötigt, weil das ˛-Fragment
unter der Kontrolle eines lacZ-Promotors steht, der
durch Lactose oder das Lactose-Analogon IPTGaktiviert
wird.

17
Q

kompetente Zellen

A

.

18
Q

Bradford-Proteinbestimmung

A

Mit Coomassie Brilliant Blue
- Absorptionsmaximum
der Farbe (465 nm ohne Protein, 595 nm
mit Protein) verschiebt sch bei Bindung an Protein.

19
Q

BCA-Test

A

In alkalischer Lösung bildet Protein mit Cu2+-Ionen
einen Komplex (Biuretreaktion). Die Cu2+-Ionen
des Komplexes werden vermutlich zu Cu+-Ionen
reduziert, und diese bilden mit Bicinchoninsäure
(BCA) einen violetten Farbkomplex (Smith et al.
1985; Wiechelmann et al. 1988).

20
Q

SDS

A

Sodium Dodecyl…

SDS denaturiert die
Proteine – besonders nach Reduktion mit Mercaptoethanol
oder DTT – und unterbindet Protein-
Protein-Wechselwirkungen (Quartärstrukturen)

21
Q

SDS-PAGE

A

Bei der SDS-Elektrophorese wandert der SDSProtein-
Komplex im elektrischen Feld zum Plus-
Pol. Dabei trennt der Molekularsiebeffekt einer
porösen Polyacrylamidmatrix die SDS-Protein-
Komplexe nach ihrem Stokes-Radius und damit
nach ihrem MG auf.
Am häufigsten wird das diskontinuierliche
Lämmli-System mit Tris-Glycin-
Puffern verwendet

Ein Sammelgel (Tris-Glycin-Puffer pH 6,8; 3–4 % Acrylamid) überschichtet ein Trenngel (Tris-Glycin-Puffer pH 8,8; 5–20 % Acrylamid). Je länger das Trenngel, desto besser die Trennung.

22
Q

Klonierungsstämme

Expressionsstämme

A

Als Expressionssystem bezeichnet man jedes biologische System das in der Lage ist, gezielt und kontrolliert Proteinbiosynthese zu betreiben, das heißt bestimmte Proteine nach der Vorlage einer Nukleinsäure herzustellen, also zu exprimieren. Alle lebenden Zellen stellen also Expressionssysteme dar. Man unterscheidet prokaryotische und eukaryotische Expressionssysteme.

Expressionssysteme besitzen eine große Bedeutung in der Biotechnologie, wo sie oft in Verbindung mit Gentechnologie zur Gewinnung großer Mengen von Rekombinanten Proteinen (z. B. Insulin) eingesetzt werden.[2] Dabei werden die Gene, die als Baupläne für die gewünschten Proteine dienen, in ein geeignetes Expressionssystem eingefügt. Das so „umprogrammierte“ Expressionssystem kann dann vermehrt und das Protein entweder aus dem Nährmedium oder nach Zerstörung der Zellen aus dem Zellplasma isoliert werden. Bei diesen Verfahren ist die Wahl des jeweils geeigneten Expressionssystems entscheidend, da nicht jedes Protein von jedem Organismus produziert werden kann.

23
Q

Transformation

A

Als Transformation wird in der Molekularbiologie die nicht-virale Übertragung von freier DNA in kompetente Bakterienzellen sowie in Pilze, Algen, Hefen und Pflanzen bezeichnet.

Die Transformation tritt als Teilschritt bei der Klonierung auf. Bei der Klonierung wird zuerst ein DNA-Abschnitt in einen Vektor eingebaut. Diese rekombinante DNA wird dann mittels Transformation in die Bakterien eingebracht, welche dann wachsen und dabei auch den Vektor und somit den DNA-Abschnitt vervielfältigen. Der gewünschte DNA-Abschnitt kann so sehr häufig vervielfältigt werden

Freie DNA, im Normalfall ein Plasmid, kann zu Bakterien gegeben werden, die die DNA bei geeigneter Behandlung aufnehmen können. Hierbei macht man sich die natürliche Kompetenz zunutze, die Bakterienzellen zur Aufnahme fremder DNA zu bringen.

Bei einigen Bakterien, etwa Escherichia coli, besteht jedoch keine natürliche Kompetenz, so dass vorbereitende Schritte für die Transformation notwendig sind.

Die einfachste Methode zur Transformation ist die Verwendung chemisch kompetenter Zellen. Die Bakterienzellen werden hierbei mit Calciumchlorid oder effektiver mit Rubidiumchlorid behandelt. Unter 30-minütiger Inkubation bei 0–4 °C wird die DNA aufgenommen; bei manchen E.coli-Stämmen soll ein kurzer Hitzeschock danach (41–43 °C für 45–90 Sekunden) die Effizienz erhöhen [1]. Ob hierbei Poren in der Membran entstehen, durch welche die DNA in die Zellen gelangen kann, oder ob andere Mechanismen die Aufnahme bewirken, ist unklar. Möglicherweise trägt die Salzbehandlung dazu bei, dass zwischen der negativ geladenen DNA und der negativ geladenen Zellmembran weniger abstoßende Kräfte bestehen. Insgesamt ist diese Transformations-Methode einfach und in kurzer Zeit durchführbar.[2]

24
Q

Nukleosid, Nukleotid, Nukleinsäure

A

Nucleosid: Base und Zuckerteil (Nukleinbase + Ribose/Desoxyribose)

Nukleotide: Base, Zucker und Phosphat (Mono- bis Triphosphat) In DNA nur Mono, aber bsp ATP als Energieträge für Enzyme etc

Nukleinsäure: Makromoleküle mit Nukleotiden als Bausteine. Nukleinsäuren bilden neben Proteinen, Kohlenhydraten und Lipiden die vierte große Gruppe der Biomoleküle.

25
Q

Transkription

A

Synthese von RNA anhand einer Vorlage der DNA
–> mRNA (messenger RNA) (zur Proteinbiosynthese) –> tRNA (transfer RNA) und rRNA (ribosomale RNA).

Die Transkription ist, wie auch die Translation, ein wesentlicher Teilprozess der Genexpression.

26
Q

Promotor

A

Als Promotor, auch Promoter (ursprünglich franz. promoteur, Anstifter, Initiator), wird in der Genetik eine Nukleotid-Sequenz auf der DNA bezeichnet, die die regulierte Expression eines Gens ermöglicht. Der Promotor ist ein essenzieller Bestandteil eines Gens. Er liegt am 5’-Ende des Nichtmatrizenstranges des Gens[1] und somit in Syntheserichtung vor dem RNA-codierenden Bereich. Die wichtigste Eigenschaft eines Promotors ist die spezifische Wechselwirkung mit bestimmten DNA-bindenden Proteinen, welche den Start der Transkription des Gens durch die RNA-Polymerase vermitteln und als Transkriptionsfaktoren bezeichnet werden.

27
Q

Translation

A

Ribosomen, die an mRNA binden und synthetisiert entsprechend der Sequenz ein Protein aus den in der Zelle verfügbaren Aminosäuren.

28
Q

Nukleotide zeichnen

A

Adenin, Thymin; Guanin, Cytosin

29
Q

Palindrome DNAsequenz

A

Doppelstrang

30
Q

starke und schwache Promotoren

A

“…in den 1970er Jahren wurden dier ersten Promotoren molekularbiologischen Charakterisiert. Aber statt einer definierten DNA-Sequenz fand man für jeden Promoter eine andere Sequenz. Wirklich gemeinsam hatte alle Promotoren nur ein einziges Thymidin. Das allein konnte natürlich einen regulierbaren Promotor nicht definieren. Erst durch den Vergleich von etwa 50 Promotor-Sequenzen gelang schließlich die Formulierung der so genannten Konsensus-Sequenz. Ganz offenbar sind Promotoren, die stark von der Konsensus-Sequenz abweichen, schwache Promotoren, und umgekehrt. Besonders interessant ist jedoch die Tatsache, dass man die exakte Konsensus-Sequenz bisher nirgendwo gefunden hat. Wird sie aber synthetisch in Zellen eingebracht, dann beobachtet man einen nicht regulierbaren besonders starken Promotor. Das ist jedoch eine Situation, die der Zelle ganz offenbar keinen Nutzen bringt.”

“…Bakterielle Promotoren haben eine relativ einheitliche Struktur, hier herrschen eher begrenzte Unterschiede in der genauen Nukleotid-Sequenz vor. Man spricht hier auch sequenzabhängig von starken beziehungsweise schwachen Promotoren. Die Stärke eines Promotors lässt sich dabei durch den Vergleich mit einer Konsensussequenz aus verschiedenen Promotoren vorhersagen. (…) Außerdem gilt, dass starke Promotoren direkt vor dem Startpunkt der Transkription reich an AT-Basenpaaren sind. Dies erleichtert das für die Transkription notwendige Entwinden der Doppelhelix, da AT-Basenpaare weniger Wasserstoffbrücken als GC-Basenpaare ausbilden.”

“…Es gibt starke und schwache Promoter, das bedeutet, der Sigma-Faktor bindet an manche Promoter besser (folglich wird an diesen mehr mRNA gebildet), an manche schwächer (hier ist die mRNA-Menge geringer). Aus dem Vergleich der DNA-Sequenzen einzelner Promoter lassen sich sogenannte Konsensussequenzen für starke und schwache Promoter ableiten.”