TP questions Flashcards
Vous avez étudié en TP l’influence de l’ABA sur la fermeture des stomates. Dans quelles conditions
expérimentales ont été placées les plantes en amont du TP ? Quel était l’effet désiré sur l’état «
ouvert/fermé » des stomates ?
En amont du TP, les plantes ont probablement été placées dans des conditions de stress hydrique. Le stress hydrique est la principale raison de la fermeture des stomates, car il provoque la production d’acide abscissique (ABA) par la plante[1]. L’ABA est une hormone végétale qui régule de nombreux processus clés impliqués dans l’adaptation des plantes aux stress biotiques et abiotiques.
L’effet désiré sur l’état des stomates était leur fermeture. En condition de stress hydrique, la plante produit de l’ABA qui induit la fermeture des stomates pour éviter les pertes d’eau inutiles[1][3]. Cette fermeture des stomates permet à la plante de conserver l’eau et de s’adapter à la sécheresse[4].
La teneur en ABA peut atteindre un niveau 10 à 30 fois supérieur à la normale chez des plantes soumises à un stress hydrique[7]. Cette augmentation de la concentration d’ABA déclenche diverses voies d’adaptation permettant à la plante de mieux résister au stress hydrique, notamment en provoquant la fermeture des stomates.
Sur une préparation d’épiderme foliaire inférieur d’Arabidopsis, le nombre de stomates a été
déterminé sur 5 zones de votre préparation d’épiderme. Le champ d’observation du microscope a un
diamètre de 420 μm. Déterminez, en détaillant chaque étape du calcul, la densité stomatique
moyenne en stomates/mm2
Pour déterminer la densité stomatique moyenne en stomates/mm², nous devons suivre ces étapes :
- Calculer la surface du champ d’observation
- Convertir cette surface en mm²
- Calculer la densité stomatique pour chaque zone
- Calculer la moyenne des densités stomatiques
Commençons par les calculs :
- Surface du champ d’observation :
Le champ a un diamètre de 420 μm, donc un rayon de 210 μm.
Surface = πr² = π * (210 μm)² ≈ 138544 μm² - Conversion en mm² :
1 mm² = 1 000 000 μm²
138544 μm² = 0,138544 mm² - Calcul de la densité stomatique :
Densité = Nombre de stomates / Surface en mm²Par exemple, si nous avons compté 10 stomates dans une zone :
Densité = 10 / 0,138544 ≈ 72,18 stomates/mm² - Moyenne des densités :
Supposons que nous ayons obtenu les résultats suivants pour les 5 zones :
72, 65, 80, 70, 75 stomates/mm²Moyenne = (72 + 65 + 80 + 70 + 75) / 5 = 72,4 stomates/mm²
La densité stomatique moyenne serait donc d’environ 72 stomates/mm².
Il est intéressant de noter que cette valeur est cohérente avec les données de la littérature. En effet, chez Arabidopsis thaliana, la densité stomatique peut varier de 45 à 720 stomates/mm² selon la concentration de CO₂ du milieu[3].
Donnez la définition du potentiel osmotique (symbole, formule, unités) et indiquez son origine dans
la cellule.
Le potentiel osmotique, symbolisé par ψos ou ψs, est une composante du potentiel hydrique d’une solution. Il se définit comme la quantité de travail qu’il faut fournir par quantité unitaire d’eau pure pour transporter de façon réversible et isothermique une quantité infinitésimale d’eau d’un bassin d’eau pure à un bassin d’eau de composition identique à celle du point étudié, dans des conditions de pression et d’élévation identiques[1].
La formule du potentiel osmotique est :
ψos = -RTc
Où :
- R est la constante des gaz parfaits
- T est la température absolue
- c est la concentration molaire des solutés
L’unité du potentiel osmotique est le Pascal (Pa).
Dans la cellule, le potentiel osmotique trouve son origine dans la présence de molécules dissoutes dans l’eau intracellulaire[2]. Ces solutés comprennent principalement :
- Les ions inorganiques (K+, Na+, Cl-, etc.)
- Les molécules organiques (sucres, acides aminés, etc.)
- Les macromolécules (protéines, acides nucléiques)
La vacuole joue un rôle crucial dans la régulation du potentiel osmotique cellulaire chez les plantes. Sa concentration en solutés influence directement la pression osmotique et le potentiel hydrique de la cellule, contribuant ainsi à la turgescence cellulaire[6].
Le potentiel osmotique est toujours négatif ou nul par rapport à l’eau pure, qui sert d’état de référence[2]. Plus la concentration en solutés est élevée, plus le potentiel osmotique est négatif, ce qui favorise l’entrée d’eau dans la cellule par osmose.
Indiquez les deux techniques utilisées en TP pour déterminer le potentiel osmotique de cellules
d’oignon rouge.
Deux techniques sont couramment utilisées en TP pour déterminer le potentiel osmotique des cellules d’oignon rouge :
- La méthode de plasmolyse incipiente : Cette technique consiste à observer au microscope des lambeaux d’épiderme d’oignon rouge placés dans des solutions de saccharose de concentrations croissantes. On cherche la concentration à laquelle une légère plasmolyse apparaît, ce qui correspond au potentiel osmotique des cellules.
- La méthode de Chardakov :
–>bleu de méthylène et une série de solutions de saccharose de concentrations connues
On ajoute une goutte de jus cellulaire coloré dans chaque solution et on observe le comportement de la goutte.
La concentration de la solution où la goutte reste stable correspond au potentiel osmotique du jus cellulaire.
Schématisez 3 ou 4 cellules en situation de plasmolyse avancée telle qu’observées en microscopie
photonique. N’oubliez pas de donner un titre et de légender vos schémas (4 points)
Ce schéma montre :
- La paroi cellulaire rigide qui conserve sa forme initiale.
- Le cytoplasme et la membrane plasmique rétractés, formant une masse irrégulière à l’intérieur de la cellule.
- Le noyau visible à l’intérieur du cytoplasme rétracté.
- L’espace entre la paroi cellulaire et la membrane plasmique rétractée, rempli de la solution hypertonique[1][2].
La plasmolyse avancée est caractérisée par un décollement important de la membrane plasmique de la paroi cellulaire, dû à la perte d’eau de la cellule placée dans un milieu hypertonique[5][6].
Pour extraire tous les pigments photosynthétiques de l’algue rouge, vous avez utilisé deux types de
solvants, lesquels et pourquoi ?
Pour extraire tous les pigments photosynthétiques de l’algue rouge, deux types de solvants ont été utilisés :
-
Un solvant organique : généralement un mélange d’éther de pétrole, d’acétone et de cyclohexane (85%/10%/5%)
=> extraire les pigments liposolubles tels que les chlorophylles et les caroténoïdes - Un solvant hydro-alcoolique ou hydro-acétonique : ce solvant est utilisé pour extraire les pigments hydrosolubles, notamment les phycobilines comme la phycoérythrine, qui sont spécifiques aux algues rouges
L’utilisation de ces deux types de solvants est nécessaire car les algues rouges contiennent à la fois des pigments liposolubles et hydrosolubles. Les solvants organiques extraient efficacement les chlorophylles et les caroténoïdes, tandis que le solvant hydro-alcoolique ou hydro-acétonique est nécessaire pour extraire les phycobilines, qui sont des pigments protéiques hydrosolubles caractéristiques des algues rouges
Cette double extraction permet d’obtenir une représentation complète de tous les pigments photosynthétiques présents dans l’algue rouge.
Pour réaliser des spectres d’absorption vous avez fait un ‘blanc’ de colorimétrie. Quelle est l’utilité de
ce ‘blanc’ et faut-il le faire pour chaque longueur d’onde du spectre ? Justifiez vos réponses.
Le ‘blanc’ de colorimétrie est une étape cruciale dans la réalisation des spectres d’absorption. Son utilité est double :
- => calibrer le spectrophotomètre en définissant une référence d’absorbance nulle
=>mesurer l’absorbance d’une solution contenant uniquement le solvant, sans l’espèce chimique à analyser - Il élimine les interférences potentielles dues au solvant ou à la cuvette, assurant ainsi que seule l’absorbance de l’échantillon est mesurée
Il n’est pas nécessaire de faire un ‘blanc’ pour chaque longueur d’onde du spectre. En général, un seul ‘blanc’ est suffisant pour l’ensemble des mesures[3]. Cela s’explique par les raisons suivantes :
- Le solvant utilisé pour le ‘blanc’ a généralement une absorbance constante sur toute la gamme de longueurs d’onde étudiée.
- Les spectrophotomètres modernes sont capables de mémoriser les valeurs du ‘blanc’ et de les appliquer automatiquement à toutes les mesures subséquentes.
- Réaliser un ‘blanc’ pour chaque longueur d’onde serait chronophage et n’apporterait pas de précision significative supplémentaire aux mesures.
Cependant, si l’expérience s’étend sur une longue période ou si les conditions expérimentales changent significativement, il peut être judicieux de refaire un ‘blanc’ pour garantir la précision des mesures
En TP, vous avez déterminé l’activité photosynthétique brute d’algues unicellulaires en fonction de
l’intensité lumineuse pour deux types de lumières (A et B).
Les résultats expérimentaux sont présentés sur la page suivante.
* Pour étalonner l’électrode à oxygène vous avez utilisé 2 solutions en TP dont les concentrations en oxygène sont connues. Quelles sont ces solutions et conditions ?
En TP, pour étalonner l’électrode à oxygène, vous avez utilisé deux solutions dont les concentrations en oxygène sont connues sous des conditions spécifiques :
Solution saturée en oxygène (O₂) :
Condition : L’eau ou le milieu expérimental est saturé en oxygène en le laissant en contact prolongé avec l’air. Cette solution correspond à la concentration maximale d’oxygène dissous dans des conditions normales (pression atmosphérique standard et température connue).
Solution désoxygénée :
Condition : L’oxygène est éliminé en purgeant la solution avec un gaz inerte comme l’azote (N 2) ou le dioxyde de carbone (CO2). Cela permet d’obtenir une concentration nulle en oxygène dissous.
Ces deux solutions établissent des valeurs de référence (0% et 100% d’oxygène dissous), nécessaires pour calibrer l’électrode à oxygène et garantir des mesures précises lors de l’expérimentation de l’activité photosynthétique brute des algues en fonction de l’éclairement.
Que représente α ? Dans quelle unité s’exprime α ?
Dans le contexte de l’expérience présentée sur le graphique de l’activité photosynthétique brute en fonction de l’éclairement incident pour les lumières A (●) et B (◆), α représente l’efficacité photosynthétique initiale.
Définition de α :
- α est la pente de la phase initiale de la courbe reliant l’activité photosynthétique brute (production d’oxygène) à l’éclairement incident.
- Cette phase initiale est linéaire car, à faible éclairement, l’activité photosynthétique est directement proportionnelle à l’intensité lumineuse.
Origine de α :
- Elle reflète l’efficacité de l’utilisation de la lumière pour la production d’oxygène via la photosynthèse. Une pente plus élevée indique une meilleure efficacité photosynthétique.
Unité de α :
L’unité de α peut être déduite des axes du graphique :
- Axe des ordonnées : Activité photosynthétique brute en µmol d’O₂ min⁻¹
- Axe des abscisses : Éclairement incident en µmol photon min⁻¹
Ainsi, α s’exprime en :
µmol O2 produits min-1 par µmol photon min-1 text
ou plus simplement :
µmol O2 produits µmol photon-1}
]
Interprétation :
- α quantifie l’efficacité avec laquelle la lumière est utilisée pour la production d’oxygène dans les conditions initiales (faible intensité lumineuse).
- Elle est un paramètre clé pour comparer l’efficacité photosynthétique entre les deux types de lumière (A et B).
Que pouvez-vous conclure de l’analyse du graphique ?
Conclusion générale :
La lumière B présente une efficacité photosynthétique initiale (α) plus élevée et permet d’atteindre la saturation photosynthétique plus rapidement que la lumière A.
Toutefois, les deux types de lumière permettent d’atteindre une activité photosynthétique maximale similaire.
Cela indique que la lumière B est plus efficace pour la photosynthèse à faible éclairement, mais qu’à forte intensité, les performances des deux lumières sont comparables.
Ces résultats peuvent s’expliquer par des différences dans la qualité spectrale des deux lumières et dans l’absorption des photons par les pigments photosynthétiques des algues.
rôle des gibbérellines sur la croissance de l’hypocotyle de germinations de
laitues
Les gibbérellines ont un effet positif sur la croissance de l’hypocotyle des germinations de laitue. Elles stimulent l’élongation cellulaire et jouent un rôle clé dans la levée de dormance des graines. Leur action est particulièrement importante en conditions de faible lumière ou d’obscurité, permettant à la plantule de croître pour atteindre la lumière et commencer la photosynthèse.
