Laboratoire 8-9

Question 1

Question : Quelle est la méthode utilisée pour différencier les souches lactose + et lactose - sur le milieu MacConkey ?

Answer 1

Réponse : La méthode utilisée pour différencier les souches lactose + et lactose - sur le milieu MacConkey implique plusieurs étapes :

Toucher une colonie d’Escherichia coli avec un fil droit.
Étaler l’inoculum en une ligne perpendiculaire de 1 cm au début de la première section d’une gélose MacConkey.
Flamber le fil.
Isoler les bactéries avec le fil bouclé selon la méthode hybride.
Répéter ces étapes avec d’autres bactéries comme Enterobacter, Serratia, Proteus, Salmonella et Pseudomonas.
Incuber à 37°C pendant 24 heures.
Observer les colonies : les colonies lactose + sont rose ou ont un centre rose avec un pourtour incolore, tandis que les colonies lactose - sont incolores (à confirmer).

Question 2

Question : Quel est l’objectif de l’utilisation du milieu Kligler dans la différenciation des bacilles Gram négatifs et catalase + ?

Answer 2

Réponse : Le milieu Kligler est utilisé comme point de départ de l’identification des bacilles Gram négatifs et catalase +, en particulier des entérobactéries. Les résultats obtenus sur ce milieu aident à orienter le choix des autres tests d’identification. Le milieu Kligler permet de déterminer la fermentation du glucose et du lactose, ainsi que la production de gaz et de H2S. De plus, comme ce milieu n’inclut aucun inhibiteur et est différentiel mais non sélectif, il est utile pour ensemencer les autres épreuves nécessaires à l’identification ultérieure.

Question 3

Question : Quelle est la composition du milieu Kligler utilisé dans la différenciation des bacilles Gram négatifs et catalase + ?

Answer 3

Réponse : Le milieu Kligler est présenté sous forme d’une gélose en pente et contient les principaux ingrédients suivants :

1,0 % de lactose
0,1 % de glucose (dextrose)
2 % de peptones
Thiosulfate de sodium
Citrate d’ammonium ferrique
Rouge de phénol

Question 4

Question : Quelles sont les étapes de la méthode utilisée pour ensemencer le milieu Kligler ?

Answer 4

Réponse : La méthode pour ensemencer le milieu Kligler comprend les étapes suivantes :

Flamber le fil droit ainsi que la vis du manche.
Toucher une colonie bien isolée d’Escherichia coli.
Piquer le fil dans la gélose Kligler à environ 1,5 cm du bas de la pente jusqu’au fond.
En retirant le fil droit, ensemencer en zigzag toute la surface de la gélose jusqu’au haut de la pente.
Décontaminer soigneusement le fil droit ainsi que la vis du manche après utilisation.
Répéter la procédure avec Enterobacter, Serratia, Proteus, Salmonella et Pseudomonas.
Incuber à 37°C pendant 18 à 24 heures.
Observer et interpréter les résultats.

Question 5

Question : Comment sont présentés les résultats du milieu Kligler ?

Answer 5

Réponse : Les résultats du milieu Kligler sont présentés selon la convention suivante :

Couleur de la pente / couleur du culot / coupures dans la gélose / noir dans le culot
Exemples :

Pente rouge, culot jaune, avec gaz insoluble et sans H2S (soluble) : R/J +-
Pente jaune, culot noir, avec gaz insoluble et avec H2S (soluble) : J/N++
Remarques :

Il est important d’observer attentivement la gélose pour interpréter la production de gaz, parfois les coupures sont subtiles.
Si la gélose ne touche plus le fond du tube, cela peut indiquer une production de gaz par les bactéries, faisant soulever la gélose dans le tube.
La production de H2S ne se produit généralement qu’en milieu acide. Donc, si le culot est noir, on suppose qu’il est acide (jaune), sauf pour quelques exceptions chez les non fermentaires.

Question 6

Question : Quel est le but du test à l’ONPG ?

Answer 6

Réponse : Le but du test à l’ONPG est de détecter la présence et l’activité de l’enzyme B-galactosidase dans les bactéries.

Question 7

Question : Comment ce test permet-il de distinguer les bactéries lactose - des bactéries lactose + lent ?

Answer 7

Réponse : Ce test permet de distinguer les bactéries lactose - des bactéries lactose + lent en mesurant la vitesse à laquelle elles fermentent le lactose. Les bactéries lactose + ont généralement une colonie rose sur McConkey. Cependant, si la perméase est moins active ou en moins grande quantité, la colonie peut présenter un centre rose et un pourtour incolore. Les bactéries lactose + lent ont une colonie incolore sur McConkey mais possèdent toujours l’enzyme ß-galactosidase. Les bactéries lactose - ne possèdent pas les deux enzymes et auront une colonie incolore sur McConkey, avec une accumulation de sucre dans la bactérie mais pas de dégradation de celui-ci.

Question 8

Question : Comment fonctionne le principe du test à l’ONPG ?

Answer 8

Réponse : Le réactif ONPG pénètre dans la cellule bactérienne indépendamment de la perméase. Le toluène utilisé dans le test provoque la libération de l’enzyme B-galactosidase par la lyse de la bactérie, accélérant ainsi la réaction. L’enzyme B-galactosidase dégrade le réactif ONPG en galactose et en O-nitrophénol, qui est de couleur jaune. L’apparition d’une coloration jaune indique que l’organisme est capable de fermenter lentement le lactose.

Question 9

Question : Pourquoi le test à l’ONPG ne peut-il pas être réalisé à partir de milieux sélectifs comme McConkey ?

Answer 9

Réponse : Le test à l’ONPG ne peut pas être réalisé à partir de milieux sélectifs comme McConkey car ces milieux contiennent des inhibiteurs qui pourraient fausser les résultats du test. Ces inhibiteurs pourraient affecter l’activité de l’enzyme B-galactosidase, compromettant ainsi l’interprétation des résultats.

Question 10

Question : Comment prépare-t-on la suspension de bactéries “lactose -“ pour le test à l’ONPG ?

Answer 10

Réponse : Pour préparer la suspension de bactéries “lactose -“ pour le test à l’ONPG, on prend 2 à 3 colonies selon leur taille dans un petit tube, puis on les suspend dans 5 gouttes d’eau physiologique pour obtenir une suspension assez trouble.

Question 11

Question : Quel est le rôle du disque imprégné de réactif ONPG dans ce test ?

Answer 11

Réponse : Le disque imprégné de réactif ONPG est ajouté à la suspension de bactéries “lactose -“. Ce réactif est dégradé par l’enzyme B-galactosidase, produisant un produit jaune. La présence de cette coloration jaune indique un test positif, ce qui signifie que l’organisme est capable de fermenter lentement le lactose.

Question 12

Question : Quelles sont les étapes de lecture du test à l’ONPG ?

Answer 12

Réponse : Les étapes de lecture du test à l’ONPG sont les suivantes : les premières lectures sont effectuées après 20 minutes et 2 heures d’incubation. Si le résultat est négatif à ce stade, le tube est réincubé pendant 24 heures supplémentaires. Enfin, la dernière lecture est réalisée après 24 heures d’incubation. Un test positif se traduit par un milieu jaune, tandis qu’un test négatif montre un milieu incolore.

Question 13

Question : Quel est le but du test de l’indole dans les tests IMViC ?

Answer 13

Réponse : Le but du test de l’indole est de déterminer l’habilité d’un microorganisme à utiliser le tryptophane comme source d’azote, de carbone et d’énergie, dans un bouillon tryptoné.

Question 14

Question : Quel est le principe du test de l’indole ?

Answer 14

Réponse : Les bactéries utilisant le tryptophane possèdent un enzyme hydrolytique appelé tryptophanase. La dégradation du tryptophane produit de l’indole, de l’acide pyruvique et de l’ammoniaque. Le réactif de Kovacs ou Ehrlich est utilisé pour détecter la présence d’indole dans le milieu. Ce réactif contient du p-diméthylaminobenzaldéhyde dans une solution d’alcool et d’acide. L’alcool extrait l’indole du milieu et l’acidité permet la réaction entre le p-DMAB et l’indole, formant un composé rouge.

Question 15

Question : Comment est détectée la présence d’indole dans le milieu lors du test de l’indole ?

Answer 15

Réponse : La présence d’indole dans le milieu est détectée à l’aide du réactif de Kovacs ou Ehrlich. Ce réactif contient du p-diméthylaminobenzaldéhyde dans une solution d’alcool et d’acide. L’alcool extrait l’indole du milieu et l’acidité permet la réaction entre le p-DMAB et l’indole, formant un composé rouge.

Question 16

Question : Quel est le matériel nécessaire pour réaliser le test de l’indole ?

Answer 16

Réponse : Le matériel nécessaire comprend deux milieux liquides tryptonés pour le test de l’indole (10 ml et incolore), des colonies d’Escherichia coli et Enterobacter sur gélose nutritive, ainsi que le réactif de Kovacs ou d’Ehrlich.

Question 17

Question : Quelle est la méthode utilisée pour réaliser le test de l’indole ?

Answer 17

Réponse : Pour réaliser le test de l’indole, une demi-colonie d’Escherichia coli est ensemencée dans un tube de milieu tryptoné à l’aide d’un fil bouclé, et la procédure est répétée avec Enterobacter. Les tubes sont incubés à 37°C pendant 24 heures pour les entérobactéries et 48 heures pour les autres bactéries. Ensuite, 15 gouttes du réactif de Kovacs ou d’Ehrlich sont ajoutées aux tubes, en laissant glisser le réactif sur les parois pour former un anneau à la surface.

Question 18

Question : Pourquoi est-il important de faire la lecture du test de l’indole avant 48 heures d’incubation ?

Answer 18

Réponse : Il est important de faire la lecture du test de l’indole avant 48 heures d’incubation car l’indole lui-même peut être attaqué et subir d’autres dégradations en cas d’incubation prolongée. Si cela se produit, l’indole aura éventuellement disparu, ce qui pourrait donner un faux test négatif.

Question 19

Question : Quel est le but du test au rouge de méthyle (MR) ?

Answer 19

Réponse : Le but du test au rouge de méthyle (MR) est de distinguer les microorganismes selon leur taux de production d’acides (produits terminaux) suite à la fermentation du glucose.

Question 20

Question : Comment les membres des Enterobacteriaceae fermentent-ils le glucose ?

Answer 20

Réponse : Les membres des Enterobacteriaceae fermentent le glucose en utilisant l’une des deux principales voies de fermentation : la voie d’acide mixte ou la voie du butylène glycol. Ceux qui utilisent la voie d’acide mixte excrètent des quantités importantes d’acides (formique, acétique, lactique et succinique), ce qui entraîne une diminution marquée du pH. En revanche, les bactéries qui fermentent le glucose selon la voie du butylène glycol ne produisent pas autant d’acides, et leur acidité finale est d’environ 6,5.

Question 21

Question : Quel indicateur est utilisé dans le test MR et à quel pH devient-il rouge ?

Answer 21

Réponse : L’indicateur utilisé dans le test MR est le rouge de méthyle. Il devient rouge à un pH de 4,4 et moins.

Question 22

Question : Quel est le matériel nécessaire pour réaliser le test MR ?

Answer 22

Réponse : Le matériel nécessaire comprend deux tubes de milieu liquide MR-VP (5 ml et légèrement coloré), des colonies d’Escherichia coli et Enterobacter sur gélose nutritive, ainsi que du rouge de méthyle (0,5 % dans l’alcool à 95 %).

Question 23

Question : Quelle est la méthode pour réaliser le test MR ?

Answer 23

Réponse : Pour réaliser le test MR, on commence par ensemencer une portion de colonie dans un tube MR-VP avec Escherichia coli à l’aide d’un fil bouclé, puis on répète la procédure avec Enterobacter. Ensuite, on incube les tubes à 37°C pendant 24 heures pour les entérobactéries et jusqu’à 3 jours pour les autres bactéries. Dès qu’il y a une bonne croissance, on ajoute 2 gouttes de rouge de méthyle et on interprète les résultats lorsque les gouttes tombent dans le milieu.

Question 24

Question : Quelle est la signification d’un milieu rouge cerise dans le test MR ?

Answer 24

Réponse : Un milieu rouge cerise dans le test MR indique un résultat positif (MR +), ce qui signifie que le pH du milieu est inférieur ou égal à 4,4.

Question 25

Question : Quelle est la signification d’un milieu jaune ou orange dans le test MR ?

Answer 25

Réponse : Un milieu jaune ou orange dans le test MR indique un résultat négatif (MR -), ce qui signifie que le pH du milieu est supérieur ou égal à 6,0.

Question 26

Question : Quel est le but du test de Voges-Proskauer (VP) ?

Answer 26

Réponse : Le test de Voges-Proskauer (VP) vise à déterminer si une bactérie produit une fermentation de type butylène glycol.

Question 27

Question : Quel est le principe du test VP ?

Answer 27

Réponse : Certains microorganismes fermentent le glucose en produisant de l’acétoine (acétylméthylcarbinol), qui est un produit intermédiaire avant l’apparition du butylène glycol. Le test VP permet de détecter la présence d’acétoine dans le milieu en y ajoutant deux réactifs : l’α-naphtol et de l’hydroxyde de potassium à 40 %. Cette réaction demande beaucoup d’oxygène, et la créatine provient des peptones du milieu.

Question 28

Question : Quel est le matériel nécessaire pour réaliser le test VP ?

Answer 28

Réponse : Le matériel nécessaire pour réaliser le test VP comprend :

2 tubes de milieu liquide MR-VP (5 ml et légèrement coloré)
Cultures d’Escherichia coli et d’Enterobacter sur gélose nutritive
Solution α-naphtol (6 % dans l’alcool) : réactif de Barrit A
KOH 40 % : réactif de Barrit B

Question 29

Question : Quelle est la première étape de la méthode pour réaliser le test de Voges-Proskauer (VP) ?

Answer 29

Réponse : La première étape consiste à ensemencer une portion de colonie dans un tube MR-VP avec Escherichia coli, puis à répéter la procédure avec Enterobacter.

Question 30

Question : Quelle est la température d’incubation recommandée pour les entérobactéries lors du test VP ?

Answer 30

Réponse : La température d’incubation recommandée pour les entérobactéries est de 37°C pendant 24 heures, et jusqu’à 3 jours pour les autres bactéries.

Question 31

Question : Quels réactifs sont ajoutés après l’incubation lors du test VP ?

Answer 31

Réponse : Après l’incubation, 10 gouttes de solution α-naphtol et 10 gouttes de KOH à 40 % sont ajoutées dans le tube MR-VP.

Question 32

Question : Quelles sont les observations à effectuer après l’ajout des réactifs dans le test VP ?

Answer 32

Réponse : Après l’ajout des réactifs, il faut agiter très fortement entre 30 secondes et 1 minute pour dissoudre beaucoup d’oxygène dans le milieu. Ensuite, le tube doit être laissé à température ambiante pendant moins de 30 minutes, en agitant quelques fois pendant ce temps.

Question 33

Question : Comment interpréter les résultats du test VP ?

Answer 33

Réponse : Un milieu devenu rouge-rose indique un résultat positif pour le test VP (VP +), tandis qu’un milieu incolore indique un résultat négatif (VP -).

Question 34

Question : Quel est le but du test du citrate (C) ?

Answer 34

Réponse : Le but du test du citrate est de déterminer si un microorganisme est capable d’utiliser le citrate comme seule source de carbone, ce qui entraîne l’alcalinité du milieu.

Question 35

Question : Qu’est-ce que l’enzyme citratase permet aux bactéries de réaliser dans le test du citrate ?

Answer 35

Réponse : L’enzyme citratase permet aux bactéries de convertir le citrate de sodium en oxaloacétate et en acétate. Par la suite, l’oxaloacétate est décarboxylé pour former du pyruvate et du dioxyde de carbone. Le dioxyde de carbone réagit ensuite avec le sodium et l’eau pour former du carbonate de sodium, ce qui entraîne une augmentation du pH du milieu.

Question 36

Question : Quel indicateur de pH est utilisé dans le milieu Simmons pour le test du citrate ?

Answer 36

Réponse : Le bleu de bromothymol est utilisé comme indicateur de pH dans le milieu Simmons pour le test du citrate.

Question 37

Question : Quelle est la couleur du milieu Simmons citrate si le pH est entre 6,2 et 7,5 ?

Answer 37

Réponse : Si le pH du milieu Simmons citrate est entre 6,2 et 7,5, le milieu reste vert.

Question 38

Question : Comment interpréter les résultats du test du citrate ?

Answer 38

Réponse : Un résultat positif (C +) est observé lorsque la pente devient bleu franc et qu’il y a une croissance bactérienne. En revanche, un résultat négatif (C -) est obtenu s’il n’y a ni croissance bactérienne ni changement de couleur (vert).

Question 39

Question : Quel est le but du test de l’uréase ?

Answer 39

Réponse : Le but du test de l’uréase est de détecter la présence de l’enzyme uréase dans un microorganisme.

Question 40

Question : Quel est le principe du test de l’uréase ?

Answer 40

Réponse : L’enzyme uréase catalyse l’hydrolyse de l’urée en produits terminaux alcalins, à savoir le dioxyde de carbone (CO2) et l’ammoniaque (NH3), ainsi que le carbonate d’ammonium ((NH4)2CO3).

Question 41

Question : Quels sont les composants du milieu de base utilisé dans le test de l’uréase ?

Answer 41

Réponse : Le milieu de base contient 20 % d’urée, 1 % de glucose (dextrose) et le rouge de phénol comme indicateur de pH.

Question 42

Question : Pourquoi l’urée ne peut-elle pas être stérilisée à l’autoclave ?

Answer 42

Réponse : L’urée ne peut pas être stérilisée à l’autoclave car elle se décompose à des températures élevées.

Question 43

Question : Comment interpréter les résultats du test de l’uréase ?

Answer 43

Réponse : Un résultat positif (Urée +) est observé si le culot et/ou la pente deviennent rose violet. En revanche, un résultat négatif (Urée -) est obtenu si la pente reste orange, jaune ou très peu rosée.

Question 44

Question : Quel est le résultat interprété lorsqu’un milieu devient jaune et présente des bulles de gaz ?

Answer 44

Réponse : Lorsqu’un milieu devient jaune et présente des bulles de gaz, cela indique que le glucose a été utilisé par les microorganismes, entraînant une production d’acidité et la formation de bulles de gaz. Cela suggère une fermentation du glucose par les microorganismes présents dans le milieu.

Question 45

Question : Quel est le but du test à l’acide phénylpyruvique (APP) ?

Answer 45

Réponse : Le but du test à l’acide phénylpyruvique (APP) est de détecter la présence de l’enzyme phénylalanine désaminase, qui transforme la phénylalanine en acide phénylpyruvique. Ce test est particulièrement utile pour différencier les genres Proteus, Morganella et Providencia des autres entérobactéries.

Question 46

Question : Quel est le résultat attendu lors de l’ajout du réactif de chlorure ferrique dans le test à l’acide phénylpyruvique (APP) ?

Answer 46

Réponse : Lors de l’ajout du réactif de chlorure ferrique dans le test à l’acide phénylpyruvique (APP), on s’attend à ce que la gélose prenne une coloration verte dans les 1 à 5 minutes suivant l’application du réactif, indiquant ainsi un résultat positif pour la présence d’acide phénylpyruvique (APP+).

Question 47

Question : Quel est le but des tests de décarboxylase (arginine, lysine et ornithine) ?

Answer 47

Réponse : Les tests de décarboxylase visent à mesurer l’habileté enzymatique d’un organisme à décarboxyler un acide aminé spécifique, notamment l’arginine, la lysine et l’ornithine.

Question 48

Question : Quels types de bactéries sont principalement concernés par les tests de décarboxylase ?

Answer 48

Réponse : Les tests de décarboxylase sont principalement utilisés pour évaluer les bactéries fermentantes, telles que les Enterobacteriaceae, ainsi que les bactéries non fermentantes.

Question 49

Question : Qu’est-ce que les décarboxylases font au niveau moléculaire ?

Answer 49

Réponse : Les décarboxylases sont des enzymes spécifiques capables d’attaquer le groupement carboxyle (COOH) des acides aminés pour le transformer en dioxyde de carbone (CO2), conduisant ainsi à la formation d’une amine alcaline.

Question 50

Question : Quelles sont les trois enzymes décarboxylases importantes en laboratoire clinique ?

Answer 50

Réponse : Les trois enzymes décarboxylases importantes sont : l’arginine décarboxylase (ADH), la lysine décarboxylase (LDC) et l’ornithine décarboxylase (ODC).

Question 51

Question : Quelles sont les conditions nécessaires à la production des décarboxylases ?

Answer 51

Réponse : Les décarboxylases sont des enzymes induites qui sont synthétisées par l’organisme seulement lorsqu’elles se retrouvent dans un environnement acide et en présence du substrat spécifique.

Question 52

Question : Quel est le principe du test de décarboxylase utilisant le milieu de Moeller ?

Answer 52

Réponse : Le milieu de Moeller, contenant l’acide aminé spécifique et une faible quantité de glucose, est utilisé pour détecter la décarboxylase chez les bactéries. Initialement, la fermentation du glucose entraîne une acidification du milieu, indiquée par un changement de couleur du violet au jaune. Ensuite, la décarboxylation peut se produire en raison de l’acidité accrue, conduisant à la formation d’amines alcalines et à un retour du milieu à un pH alcalin, rétablissant la couleur violette de l’indicateur.

Question 53

Question : Pourquoi observe-t-on un changement de couleur du milieu de violet à jaune au début du test ?

Answer 53

Réponse : Le changement de couleur du violet au jaune au début du test est dû à la fermentation du glucose par la bactérie, ce qui entraîne une production d’acide et une acidification du milieu.

Question 54

Question : Quelles conditions sont nécessaires pour que la réaction de décarboxylation se produise ?

Answer 54

Réponse : La réaction de décarboxylation se produit en présence d’un environnement acide, qui est établi initialement par la fermentation du glucose dans le milieu. Une fois l’acidité établie, la décarboxylation peut se produire, conduisant à la formation d’amines alcalines et au retour du milieu à un pH alcalin.

Question 55

Question : Comment le milieu de Moeller permet-il la croissance des bactéries non fermentantes comme Pseudomonas ?

Answer 55

Réponse : Le milieu de Moeller a un pH initial de 6,0, ce qui permet la décarboxylation même en l’absence de fermentation du glucose. Pour les bactéries non fermentantes telles que Pseudomonas, qui ne produisent pas d’acidité, le milieu devient plus alcalin, favorisant leur croissance. De plus, il y a suffisamment d’oxygène dissous dans le milieu pour soutenir leur croissance aérobie.

Question 56

Question : Quelle est la méthode utilisée pour réaliser le test de décarboxylase ?

Answer 56

Réponse : La méthode consiste à ensemencer une série de tubes de bouillon Moëller décarboxylase, chacun contenant un des trois acides aminés (lysine, arginine, ornithine), avec une bactérie sélectionnée. On répète cette procédure avec une autre bactérie. De plus, on ensemence un tube contrôle ne contenant pas d’acide aminé pour démontrer la viabilité de l’organisme et sa capacité à dégrader le glucose. On ajoute ensuite 15 gouttes d’huile minérale stérile à la surface de tous les tubes et on incube jusqu’à 3 jours à 37°C, en examinant quotidiennement.

Question 57

Question : Comment interpréter les résultats pour les bactéries fermentantes ?

Answer 57

Réponse : Pour les bactéries fermentantes, dans le tube contrôle, on s’attend à une croissance bactérienne et à un changement de couleur du milieu de violet à jaune, indiquant la fermentation du glucose. Ensuite, un test positif est caractérisé par un milieu trouble et violet, ce qui indique la dégradation de l’acide aminé avec production de déchets alcalins. Un test négatif montre un milieu trouble de couleur jaune, similaire au contrôle.

Question 58

Question : Quels sont les critères d’interprétation pour les bactéries non fermentantes ?

Answer 58

Réponse : Pour les bactéries non fermentantes, dans le tube contrôle, on attend une croissance bactérienne sans changement de couleur du milieu. Un test positif se traduit par un milieu trouble et violet dans le tube contenant l’acide aminé. Un test négatif montre un milieu trouble de la même couleur que le contrôle.

Question 59

Question : Pourquoi utilise-t-on un tube contrôle dans cette méthode ?

Answer 59

Réponse : Le tube contrôle est utilisé pour vérifier la viabilité de l’organisme à étudier et sa capacité à dégrader le glucose. Dans le cas où le contrôle ne montre pas de croissance bactérienne ou de fermentation du glucose, les résultats des autres tubes ne peuvent pas être interprétés.

Question 60

Question : Quel est le critère utilisé pour distinguer les bacilles Gram négatifs fermentaires des non fermentaires dans ce schéma ?

Answer 60

Réponse : Le critère utilisé est la capacité de fermentation du glucose. Les bacilles Gram négatifs fermentaires (Enterobacteriaceae) sont caractérisés par la capacité à fermenter le glucose, tandis que les non fermentaires ne fermentent pas le glucose.

Question 61

Question : Quel test est utilisé pour vérifier la capacité de fermentation du glucose ?

Answer 61

Réponse : Le test utilisé est le test de Kligler, qui permet de déterminer la capacité de fermentation du glucose. Dans ce test, la production de gaz et de produits acides est observée.

Question 62

Question : Quels sont les résultats typiques pour Escherichia coli dans ce schéma ?

Answer 62

Réponse : Escherichia coli montre une fermentation du glucose (glucose +) dans le test de Kligler, une capacité de fermentation du lactose (lactose ++) dans le test IMViC, un test positif à l’acide phénylpyruvique (APP +), un test positif à l’uréase (urée +), et un test positif au citrate (citrate +).

Question 63

Question : Quels sont les résultats typiques pour Pseudomonas dans ce schéma ?

Answer 63

Réponse : Pseudomonas ne montre pas de fermentation du glucose (glucose -) dans le test de Kligler, une oxydase positive (oxydase +), un test négatif à l’acide phénylpyruvique (APP -), un test négatif à l’uréase (urée -), et un test négatif au citrate (citrate -).

Question 64

Question : Quel est le principe du système API 20E ?

Answer 64

Réponse : Le système API 20E est basé sur la réhydratation de milieux de culture desséchés contenant des tests biochimiques avec de l’eau physiologique contenant la bactérie à identifier. Les réactions biochimiques qui se produisent dans ces milieux permettent de caractériser la bactérie.

Question 65

Question : Quelle est la différence entre la partie anaérobie et la partie aérobique du test dans le système API 20E ?

Answer 65

Réponse : Les tubes du système API 20E constituent la partie anaérobie du test, tandis que les cupules constituent la partie aérobique. Cette distinction permet de tester les capacités métaboliques de la bactérie dans des conditions aérobies et anaérobies.

Question 66

Question : Quelle est la durée d’incubation recommandée pour les entérobactéries dans le système API 20E ?

Answer 66

Réponse : Les entérobactéries nécessitent une incubation de 6 heures ou plus dans le système API 20E.

Question 67

Question : Comment sont notées les réactions positives ou négatives dans le système API 20E ?

Answer 67

Réponse : Les réactions positives ou négatives sont notées en leur donnant un code préétabli sous forme de chiffres. Certains tubes nécessitent l’ajout de réactifs pour observer les réactions.

Question 68

Question : Comment utilise-t-on les résultats pour identifier la bactérie dans le système API 20E ?

Answer 68

Réponse : Après avoir noté les réactions, on additionne chaque tranche de 3 chiffres pour former un nouveau numéro de code de 7 ou 9 chiffres. Ce code est ensuite comparé à un index qui associe les codes aux identités des bactéries avec un pourcentage de probabilité.

Question 69

Question : Quel est le but de la recherche de la catalase ?

Answer 69

Réponse : Le but est de détecter la présence de l’enzyme catalase afin de distinguer entre les streptocoques et les staphylocoques, ainsi que d’autres bactéries.

Question 70

Question : Quelle est la théorie derrière la recherche de la catalase ?

Answer 70

Réponse : En présence d’oxygène, le métabolisme bactérien peut produire des composés toxiques tels que le peroxyde d’hydrogène. Les bactéries capables de respiration aérobie produisent l’enzyme catalase pour dégrader ce peroxyde d’hydrogène, tandis que les bactéries avec un métabolisme fermentatif utilisent d’autres enzymes telles que la peroxydase pour la même fonction.

Question 71

Question : Quel est le principe de détection de la catalase ?

Answer 71

Réponse : La détection de la catalase se fait en ajoutant du peroxyde d’hydrogène (3 %) à une suspension bactérienne et en observant le dégagement d’oxygène.

Question 72

Question : Quelles sont les bactéries qui produisent généralement de la catalase ?

Answer 72

Réponse : Les bactéries capables de respiration aérobie, telles que Staphylococcus, produisent généralement de la catalase.

Question 73

Question : Comment procédez-vous à la recherche de la catalase ?

Answer 73

Réponse : À l’aide d’un fil bouclé, je dépose un petit amas d’une souche de Staphylococcus sur une lame, puis j’ajoute une goutte de peroxyde d’hydrogène (H2O2). En cas de doute, j’examine sous une lampe-loupe ou un microscope pour observer les bulles. Ensuite, je répète la même procédure avec une souche de Streptococcus hémolytique.

Question 74

Question : Qu’indique la présence de bulles de gaz dans le test de la catalase ?

Answer 74

Réponse : La présence de bulles de gaz indique que la bactérie produit de la catalase.

Question 75

Question : Que signifie l’absence de production de gaz dans le test de la catalase ?

Answer 75

Réponse : L’absence de production de gaz indique que la bactérie ne produit pas de catalase.

Question 76

Question : Quel est le but du test du disque d’optochine ?

Answer 76

Réponse : Le but est de tester la sensibilité d’un microorganisme à l’optochine afin de distinguer Streptococcus pneumoniae (sensible) des autres Streptococcus a-hémolytiques (résistants).

Question 77

Question : Quel est le principe de l’optochine dans ce test ?

Answer 77

Réponse : L’optochine, ou hydrochlorure éthylhydrocupréine, est un agent chimiothérapeutique bactériostatique pour Streptococcus pneumoniae, mais non pour les autres streptocoques de la flore normale. Il est utilisé à une concentration de 1:4000.

Question 78

Question : Comment procédez-vous à ce test ?

Answer 78

Réponse : Je préleve une colonie de Streptococcus pneumoniae (a-hémolytique) à l’aide d’un fil bouclé, que j’inocule sur une gélose au sang. Ensuite, je fais un isolement par méthode hybride. Avant de flamber le fil, je fais une incision excentrique dans le premier cadran avec ce fil bouclé jusqu’au fond de la gélose.

Question 79

Question : Quelles étapes suivantes sont réalisées après le dépôt du disque d’Optochine dans le premier cadran ?

Answer 79

Réponse : Après le dépôt du disque d’Optochine dans le premier cadran, je répète la même procédure avec l’autre souche de Streptococcus viridans (a-hémolytique). Ensuite, je prévois d’utiliser les deux géloses au sang ensemencées aujourd’hui pour les tests de solubilité dans les sels biliaires après 24 heures d’incubation.

Question 80

Question : Quelles sont les conditions d’incubation pour ce test ?

Answer 80

Réponse : Le test est incubé à 37°C dans un incubateur à CO2 pendant 24 heures.

Question 81

Question : Comment interprétez-vous les résultats du test d’Optochine ?

Answer 81

Réponse : Je vérifie d’abord si une zone d’hémolyse α est présente autour des colonies en observant s’il y a une zone verte autour des colonies sur la gélose au sang. Ensuite, je regarde s’il y a une hémolyse α qui déborde autour de l’incision en regardant sous le Pétri. Concernant la présence ou l’absence d’une zone d’inhibition de croissance autour du disque d’Optochine, je l’indique comme “S” pour sensible ou “R” pour résistant. Si le diamètre de la zone d’inhibition est inférieur à 15 mm (y compris le disque), je complète l’identification par le test de la solubilité dans les sels biliaires et certains tests biochimiques.

Question 82

Question : Pourquoi est-il important d’observer l’aspect caractéristique de Streptococcus pneumoniae après 24 et 48 heures d’incubation ?

Answer 82

Réponse : Il est important d’observer l’aspect caractéristique de Streptococcus pneumoniae après 24 et 48 heures d’incubation pour confirmer son identification.

Question 83

Question : Quel est le but du test de solubilité dans les sels biliaires ?

Answer 83

Réponse : Le but du test est de vérifier la résistance à la solubilité (lyse) d’une souche bactérienne dans les sels biliaires.

Question 84

Question : Comment les sels biliaires agissent-ils sur les bactéries, en particulier Streptococcus pneumoniae ?

Answer 84

Réponse : Les sels biliaires, tels que le désoxycholate de sodium et le taurocholate de sodium, abaissent la tension de surface à l’interface membrane-milieu, perturbant ainsi la membrane cellulaire. Streptococcus pneumoniae est particulièrement sensible à l’action tensio-active des sels biliaires, qui stimulent également son processus autolytique.

Question 85

Question : Quelle est la méthode pour réaliser le test ?

Answer 85

Réponse : Sur une colonie isolée de Streptococcus présumé pneumoniae, une ou deux gouttes de désoxycholate de sodium sont déposées. Le test est effectué en utilisant la gélose au sang ensemencée la veille. La même procédure est répétée avec l’autre streptocoque a-hémolytique. Ensuite, on attend environ 5 minutes avant de procéder à la lecture.

Question 86

Question : Comment interprétez-vous les résultats du test ?

Answer 86

Réponse : Si Streptococcus pneumoniae est présent, on observe la disparition des colonies sans enlever l’hémolyse alpha dans la gélose. Pour les autres streptocoques a-hémolytiques, les colonies ne disparaissent pas.

Question 87

Question : Quel est le but du test du disque d’optochine ?

Answer 87

Réponse : Le but du test est de tester la sensibilité d’un microorganisme à l’optochine, ce qui permet de distinguer Streptococcus pneumoniae (sensible) des autres Streptococcus a-hémolytiques (résistants).

Question 88

Question : Quelle est la théorie derrière l’utilisation de l’optochine dans ce test ?

Answer 88

Réponse : L’optochine, ou hydrochlorure éthylhydrocupréine, est un agent chimiothérapeutique bactériostatique spécifique pour Streptococcus pneumoniae. À une concentration de 1:4000, elle inhibe la croissance de Streptococcus pneumoniae sans affecter les autres streptocoques de la flore normale.

Question 89

Question : Quelle est la méthode pour réaliser le test du disque d’optochine ?

Answer 89

Réponse : Après avoir prélevé une colonie de Streptococcus pneumoniae, on l’inocule sur une gélose au sang et on procède à un isolement par méthode hybride. Ensuite, avant de flamber le fil, on fait une incision excentrique dans le premier cadran avec ce fil bouclé jusqu’au fond de la gélose.

Question 90

Question : Comment les résultats du test sont-ils interprétés ?

Answer 90

Réponse : Si Streptococcus pneumoniae est sensible à l’optochine, on observe une zone d’inhibition de la croissance autour du disque d’optochine. Si la zone d’inhibition est absente, cela indique que la souche est résistante à l’optochine.

Question 91

Question : Quel est le but du test du disque de bacitracine ?

Answer 91

Réponse : Le but du test est de tester la sensibilité d’un microorganisme à la bacitracine, un antibiotique. Cela permet de distinguer Streptococcus pyogenes (groupe A) des autres streptocoques β-hémolytiques.

Question 92

Question : Quelle est la théorie derrière l’utilisation de la bacitracine dans ce test ?

Answer 92

Réponse : Les streptocoques β-hémolytiques du groupe A sont sensibles à une faible concentration de bacitracine (0,04 U), tandis que cette concentration n’est pas inhibitrice pour les autres streptocoques β-hémolytiques.

Question 93

Question : Quelle est la méthode pour réaliser le test du disque de bacitracine ?

Answer 93

Réponse : Après avoir prélevé une colonie de Streptococcus β-hémolytique du groupe A, on l’inocule sur une gélose au sang et on procède à un isolement par méthode hybride. Ensuite, avant de flamber le fil, on fait une incision excentrique dans le premier cadran avec ce fil bouclé jusqu’au fond de la gélose. Puis, on dépose un disque de bacitracine dans ce premier cadran en évitant de le déposer trop près de l’incision.

Question 94

Question : Comment les résultats du test sont-ils interprétés ?

Answer 94

Réponse : Si Streptococcus pyogenes (groupe A) est présent, on observe une zone d’inhibition de la croissance autour du disque de bacitracine. Si la zone d’inhibition est absente, cela indique que la souche est résistante à la bacitracine.

Question 95

Question : Quelles sont les conditions d’incubation pour le test du disque de bacitracine ?

Answer 95

Réponse : Le test doit être incubé à 37°C pendant 24 heures.

Question 96

Question : Comment les résultats du test sont-ils interprétés pour vérifier la présence d’hémolyse β ?

Answer 96

Réponse : Pour vérifier la présence d’hémolyse β, on observe s’il y a une zone claire autour des colonies en regardant sous une lumière placée sous la boîte de Pétri. Ensuite, on regarde sous le Pétri pour voir s’il y a une hémolyse β qui déborde autour de l’incision. Il est important de ne jamais déterminer l’hémolyse β en regardant directement les colonies.

Question 97

Question : Qu’est-ce que la présence d’un diamètre d’inhibition de croissance autour du disque de bacitracine indique ?

Answer 97

Réponse : Un diamètre d’inhibition de croissance autour du disque de bacitracine indique une identification présomptive du groupe A streptocoques β-hémolytiques. Cependant, cette identification doit être confirmée par sérologie. Des tests biochimiques peuvent également être réalisés pour compléter l’identification.

Question 98

Question : Comment indiquer les résultats du test ?

Answer 98

Réponse : Les résultats du test sont indiqués en utilisant “S” pour sensible ou “R” pour résistant, en fonction de la présence ou de l’absence d’un diamètre d’inhibition de croissance autour du disque de bacitracine.

Question 99

Question : Quel est le but du test de Camp ?

Answer 99

Réponse : Le but du test de Camp est de déterminer l’habileté d’un organisme à produire le facteur CAMP. Il est utilisé comme test présomptif d’identification des Streptococcus du groupe B.

Question 100

Question : Quel est le principe du test de Camp ?

Answer 100

Réponse : Le facteur CAMP est un produit du Streptococcus agalactiae (groupe B) qui agit en synergisme avec la β-hémolysine du Staphylococcus pour produire une hémolyse complète plus intense. L’hémolysine du S. aureus est appelée hémolysine chaude-froide car elle ne lyse pas complètement les globules de mouton à 37°C, mais elle le fait après une deuxième incubation à la température ambiante ou à 4°C. Lorsqu’on ensemence un organisme produisant le facteur CAMP près d’un S. aureus produisant la β-hémolysine, on observe un phénomène lytique beaucoup plus intense à la jonction des deux organismes après seulement 24 heures.

Question 101

Question : Quelle est la méthode pour réaliser le test de Camp ?

Answer 101

Réponse :

Étaler en surface une ligne de Staphylococcus B-hémolytique spécifique sur une gélose au sang.
Perpendiculairement, étaler en surface une ligne de Streptococcus du groupe B, à une distance de 0,5 cm de la ligne de Staphylococcus.
Incuber immédiatement à 37°C.

Question 102

Question : Quelles sont les étapes suivantes après l’incubation à 37°C dans le test de Camp ?

Answer 102

4. Ensemencer par méthode hybride la souche de Streptococcus du groupe B sur une deuxième gélose au sang en faisant une incision de 1,5 cm dans la gélose pour vérifier l’hémolyse et l’aspect des colonies.

Question 103

Question : Comment interpréter les résultats du test de Camp ?

Answer 103

Réponse : Une réaction positive, c’est-à-dire une lyse complète, apparaît sous forme d’une flèche à la jonction du Streptococcus et du Staphylococcus.

Question 104

Question : Quelles sont les remarques importantes à prendre en compte lors de l’observation des résultats du test de Camp ?

Answer 104

Réponse : Il est important de noter que certains S. aureus produisent plusieurs hémolysines simultanément, ce qui peut se manifester par une grande zone d’hémolyse β autour des colonies. Ces souches ne doivent pas être utilisées pour observer la réaction du CAMP. Seules les souches produisant une légère hémolyse claire entourée d’une zone plus sombre doivent être utilisées.

Question 105

Question : Quel est le but du test de croissance sur milieu BEA (Bile Esculin Azide Agar) ?

Answer 105

Réponse : Le but est de déterminer l’habileté d’un microorganisme à hydrolyser le glycoside « esculine » en esculétine et en glucose en présence de bile. Cela permet de distinguer les Enterococcus et les Streptococcus du groupe D des autres streptocoques.

Question 106

Question : Quels sont les composants du milieu BEA et leur rôle dans le test ?

Answer 106

Réponse : Le milieu BEA contient de l’azide de sodium, qui inhibe les bactéries Gram négatif, des sels biliaires qui inhibent la plupart des bactéries Gram positif sauf les Enterococcus et les Streptococcus du groupe D, et du citrate ferrique qui permet de détecter l’hydrolyse de l’esculine.

Question 107

Question : Quelles sont les étapes de la méthode pour réaliser le test de croissance sur milieu BEA ?

Answer 107

Réponse :

Ensemencer par méthode hybride la souche d’Enterococcus facalis sur une gélose BEA. Répéter avec Streptococcus du groupe C ou G.
Ensemencer seulement la souche d’Enterococcus faecalis sur une gélose au sang en faisant une incision de 1,5 cm dans la gélose pour vérifier l’hémolyse.
Incuber à 37°C pendant 24 heures et observer les résultats.

Question 108

Question : Comment interpréter les résultats du test de croissance sur milieu BEA ?

Answer 108

Réponse : Si le milieu et les colonies sont noirs, cela indique que l’esculine a été hydrolysée en esculétine et en glucose, ce qui signifie un résultat positif pour l’esculine. Si le milieu et les colonies restent incolores, cela indique un résultat négatif pour l’esculine.

Question 109

Q : Qu’indique le résultat “Milieu et colonies noirs : Esculine +, tolérance à la bile → BEA +” ?

Answer 109

R : Ce résultat indique que les colonies ont hydrolysé l’esculine en esculétine et en glucose, ce qui est un résultat positif pour l’esculine. De plus, les colonies montrent une tolérance à la bile, ce qui signifie qu’elles peuvent croître en présence de bile. Ainsi, le résultat final est BEA +, ce qui suggère la présence de Streptococcus du groupe D, y compris Enterococcus faecalis.

Question 110

Q : Et dans le cas de “Milieu et colonies incolores : Esculine -, tolérance à la bile → BEA -“ ?

Answer 110

R : Ce résultat indique l’absence d’hydrolyse de l’esculine, ce qui est négatif pour l’esculine. Cependant, les colonies montrent toujours une tolérance à la bile, ce qui signifie qu’elles peuvent survivre en présence de bile. Par conséquent, le résultat final est BEA -, suggérant l’absence de Streptococcus du groupe D, y compris Enterococcus faecalis.

Question 111

Q : Que peut-on conclure lorsque l’on observe aucune croissance sur le milieu BEA ?

Answer 111

R : L’absence de croissance sur le milieu BEA peut indiquer plusieurs choses. Premièrement, cela peut signifier que la bactérie n’est pas capable de tolérer la bile présente dans le milieu. Deuxièmement, cela peut également indiquer une sensibilité à l’azide de sodium contenu dans le milieu. Enfin, si la réaction face à l’esculine est inconnue, cela ajoute à l’incertitude. Dans l’ensemble, l’absence de croissance sur le milieu BEA suggère que la bactérie testée n’est pas un Enterococcus.

Question 112

Q : Quelles sont les espèces de Staphylococcus les plus courantes en milieu clinique ?

Answer 112

R : Les espèces les plus courantes sont Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis et Staphylococcus saprophyticus.

Question 113

Q : Pourquoi Staphylococcus aureus est-il plus facile à identifier que les autres espèces ?

Answer 113

R : Staphylococcus aureus est plus facile à identifier car il produit plusieurs enzymes qui lui confèrent un fort pouvoir envahisseur, le rendant souvent pathogène. Cela le distingue des autres espèces.

Question 114

Q : Pourquoi la coagulase est-elle considérée comme le test le plus important pour l’identification de Staphylococcus aureus ?

Answer 114

R : La coagulase est considérée comme le test le plus important car la plupart des souches de Staphylococcus aureus produisent cette enzyme. Un résultat positif à ce test est très indicatif de la présence de Staphylococcus aureus.

Question 115

Q : Quel est le but du test de fermentation du mannitol ?

Answer 115

R : Le but du test de fermentation du mannitol est de distinguer les bactéries qui fermentent le mannitol de celles qui ne le fermentent pas. Cela peut fournir des indications pour identifier Staphylococcus aureus, car la plupart des souches de cette espèce fermentent le mannitol.

Question 116

Q : Comment interpréter les résultats du test de fermentation du mannitol ?

Answer 116

R : Si la croissance bactérienne s’accompagne d’un jaunissement du milieu, cela indique que le mannitol a été fermenté (mannitol +). En revanche, si le milieu reste incolore, cela indique que le mannitol n’a pas été fermenté (mannitol -). Si aucune croissance bactérienne n’est observée, cela peut signifier que la bactérie ne tolère pas la concentration de sel dans le milieu, et la réaction du mannitol reste indéterminée.

Question 117

Q : Quel est le but du test de présence de coagulase libre ?

Answer 117

R : Le but est de détecter la présence de l’enzyme coagulase. Staphylococcus aureus est la seule espèce chez l’humain à produire cette enzyme.

Question 118

Q : Quel est le principe de fonctionnement de la coagulase ?

Answer 118

R : La coagulase, une enzyme synthétisée par Staphylococcus aureus, catalyse la transformation du fibrinogène en fibrine lorsqu’elle est conjuguée à la prothrombine. Cela entraîne la formation d’une paroi de fibrine autour des lésions staphylococciques, protégeant ainsi les bactéries contre les défenses de l’organisme.

Question 119

Q : Quelle est la procédure du test de présence de coagulase libre ?

Answer 119

R : On met 5 gouttes de plasma de lapin dans chacun des 3 tubes. Ensuite, on ensemence les tubes avec des colonies isolées de Staphylococcus et une souche de Micrococcus luteus. Après incubation à 37°C, on lit les résultats après 2 heures et 24 heures.

Question 120

Q : Pourquoi lit-on les résultats du test après 2 heures et 24 heures ?

Answer 120

R : La lecture à 2 heures permet d’éviter les faux négatifs dus à la production de staphylokinase par certaines souches de Staphylococcus aureus, une enzyme qui lyse la fibrine. La lecture à 24 heures permet de détecter une production plus lente de coagulase.

Question 121

Q : Comment interpréter les résultats du test de présence de coagulase libre ?

Answer 121

R : La formation d’un caillot de fibrine dans le plasma indique un résultat positif (coagulase +), confirmant la présence de Staphylococcus aureus. L’absence de formation de caillot indique un résultat négatif (coagulase -).

Question 122

Q : Quel est le but du test de présence de DNase ?

Answer 122

R : Le but est de détecter la présence de l’exoenzyme DNase, produite par la majorité des Staphylococcus aureus et par quelques autres bactéries. Ce test est moins spécifique que la coagulase pour identifier Staphylococcus aureus.

Question 123

Q : Quelle est la théorie derrière le test de présence de DNase ?

Answer 123

R : L’enzyme désoxyribonucléase (DNase) hydrolyse l’ADN. Dans ce test, le milieu contient de l’ADN et un indicateur, le vert de méthyle. Lorsque le microorganisme est DNase +, une zone claire se forme autour de la zone d’ensemencement car l’ADN est dégradé en courts fragments. Pour mettre en évidence cette dégradation, du HCl 1N est ajouté sur toute la surface de la gélose. Après environ 10 minutes, l’ADN non dégradé précipite, rendant le milieu opaque. Si l’ADN est dégradé, une zone claire apparaît autour de l’ensemencement.

Question 124

Q : Quel est le principe de fonctionnement du test de présence de DNase ?

Answer 124

R : L’ADN présent dans le milieu est hydrolysé par la DNase produite par les bactéries. Lorsque l’ADN est dégradé, des polynucléotides plus courts sont formés. Cette dégradation de l’ADN entraîne la formation d’une zone claire autour des colonies. Pour visualiser cette zone claire, du HCl 1N est ajouté sur toute la surface de la gélose, provoquant la précipitation de l’ADN non dégradé et rendant le milieu opaque.

Question 125

Q : Comment interpréter les résultats du test de présence de DNase ?

Answer 125

R : Une zone claire autour des colonies indique un résultat positif (DNase +), confirmant la capacité de la bactérie à dégrader l’ADN. En revanche, l’absence de zone claire indique un résultat négatif (DNase -).

Question 126

Q : Quelle est la méthode utilisée pour réaliser le test de présence de DNase ?

Answer 126

R : La gélose ADN est divisée en trois sections, certaines contenant du vert de méthyle et d’autres non. Les bactéries sont ensemencées au centre de chaque section. Après incubation à 37°C pendant 24 heures, on observe la présence d’une zone claire autour de la zone d’ensemencement sur la gélose ADN contenant du vert de méthyle pour un test positif.

Question 127

Q : Comment interpréter les résultats du test de DNase après 24-48 heures d’incubation ?

Answer 127

R : Si une zone claire est observée autour de la zone d’ensemencement sur la gélose ADN avec du vert de méthyle, le test est positif pour la présence de DNase. Pour les échantillons de Staphylococcus ayant une bonne croissance sur la gélose ADN sans vert de méthyle et avec un test de coagulase positif, du HCl 1N est ajouté à raison de 3 ml sur une grande gélose et 1 ml sur une petite gélose. Si une zone claire se forme après 5 à 10 minutes, le test est positif. Si la croissance de Staphylococcus est faible sur la gélose sans vert de méthyle et que le test de coagulase est négatif, une incubation supplémentaire de 24 heures est nécessaire avant d’ajouter le HCl.

Question 128

Q : Quelle est la durée d’incubation recommandée pour les autres genres bactériens que Staphylococcus aureus ?

Answer 128

R : Pour les autres genres bactériens, une incubation de 48 heures est recommandée.

Question 129

Q : Que faut-il faire après la lecture des résultats du test de DNase ?

Answer 129

R : Après lecture, les boîtes contenant du HCl doivent être jetées dans un bac identifié à cet effet.

Question 130

Q : Quelles sont les principales caractéristiques des bactéries du genre Haemophilus ?

Answer 130

R : Les bactéries du genre Haemophilus sont des petits coccobacilles pléomorphes, Gram négatif et non-sporulés. Certaines espèces font partie de la flore normale du système respiratoire supérieur et de la bouche, tandis que d’autres sont responsables d’infections graves.

Question 131

Q : Quels sont les facteurs de croissance nécessaires à la culture des Haemophilus et comment peuvent-ils être fournis dans les milieux de culture ?

Answer 131

R : Les Haemophilus ont besoin du facteur X (hémine) et du facteur V (coenzyme NAD) pour leur croissance. Ces facteurs peuvent être fournis dans les milieux de culture enrichis en sang ou par l’ajout de suppléments contenant ces facteurs. Le facteur X est présent dans le plasma et est thermostable, tandis que le facteur V est présent dans les globules rouges et est thermolabile. Ils peuvent être obtenus en chauffant le sang à 80°C pendant 10 minutes pour éliminer les inhibiteurs du facteur V ou en ajoutant des suppléments contenant ces facteurs en excès par rapport aux inhibiteurs.

Question 132

Q : Quels sont les types de milieux de culture utilisés pour la culture des Haemophilus ?

Answer 132

R : Les milieux de culture utilisés pour la culture des Haemophilus comprennent la gélose chocolatée, qui est préparée en chauffant le sang pour détruire les inhibiteurs du facteur V et rendre disponible le facteur V, ainsi que la gélose de base enrichie des deux facteurs purifiés (supplément Fildes ou supplément Isovitalex et solution d’hémoglobine). On peut également utiliser une gélose au sang ensemencée avec une strie perpendiculaire de Staphylococcus, qui libérera du facteur V dans le milieu pour favoriser la croissance des Haemophilus par satellitisme.

Question 133

Q : Qu’est-ce que le phénomène de satellitisme dans la culture des Haemophilus ?

Answer 133

R : Le satellitisme est un phénomène observé lorsqu’une strie perpendiculaire de Staphylococcus est ajoutée à une gélose au sang ensemencée avec des Haemophilus. Les espèces d’Haemophilus nécessitant le facteur V pour leur croissance pousseront en périphérie de la strie de staphylocoques, car ces derniers libéreront dans le milieu beaucoup de facteur V, favorisant ainsi la croissance des Haemophilus.

Question 134

Q : Quelle est la première étape de l’identification des espèces Haemophilus après la coloration de Gram ?

Answer 134

R : La première étape consiste à déterminer les exigences en facteurs X et V, car tous les Haemophilus ont besoin d’au moins un de ces facteurs pour croître, à quelques exceptions près.

Question 135

Q : Quelles sont les deux méthodes simples utilisées pour déterminer les exigences en facteurs X et V des Haemophilus ?

Answer 135

R : Les deux méthodes sont :

Ensemencer simultanément la souche sur une gélose au sang et sur une gélose Mueller-Hinton avec une strie de Staphylococcus (souche nourricière) qui produit en grande quantité du facteur V. Cette méthode permet d’observer la croissance des Haemophilus et de déterminer leurs exigences en facteurs.
Utiliser des disques ou des bandes de papier imprégnées des facteurs X et V. Ensemencer simultanément la souche sur une gélose Mueller-Hinton avec des disques imprégnés des facteurs et sur une gélose au sang sans disques, mais avec une strie de Staphylococcus. Cette méthode permet également de déterminer les exigences en facteurs des Haemophilus en observant la croissance.

Question 136

Q : Comment les exigences en facteurs X et V sont-elles déterminées à partir des résultats des tests ?

Answer 136

R : Les exigences en facteurs X et V sont déterminées en fonction des observations de croissance :

Croissance sur toute la gélose au sang et aucune croissance sur l’autre gélose : exigences en facteur X seulement.
Croissance sur les deux géloses en périphérie de la strie de Staphylococcus seulement : exigences en facteur V seulement.
Croissance en périphérie de la strie de Staphylococcus sur la gélose au sang et aucune croissance sur l’autre gélose : exigences en facteurs X et V.
Croissance sur toute la surface des deux géloses : aucun besoin de facteurs.

Question 137

Q : Comment peut-on déterminer les besoins en facteurs X et V de la bactérie étudiée à partir de la croissance observée autour des disques ?

Answer 137

R : Les besoins en facteurs X et V peuvent être déterminés comme suit :

Croissance sur toute la gélose au sang et croissance autour du disque X sur l’autre gélose : exigences en facteur X seulement.
Croissance sur la gélose au sang en périphérie de la strie de Staphylococcus seulement et croissance autour du disque V sur l’autre gélose : exigences en facteur V seulement.
Croissance en périphérie de la strie de Staphylococcus sur la gélose au sang et croissance entre les 2 disques X et V sur l’autre gélose : exigences en facteurs X et V.
Croissance sur toute la surface des deux géloses : aucun besoin de facteurs.

Question 138

Q : Quelle précaution doit-on prendre avant de conclure qu’un Haemophilus n’a pas besoin de facteurs de croissance ?

Answer 138

R : Avant de conclure qu’il n’y a aucun besoin de facteurs de croissance, il est nécessaire de réaliser différents tests biochimiques et une coloration de Gram pour confirmer que la bactérie étudiée est un Haemophilus.

Question 139

Q : Quelle est la première étape de la méthode pour l’ensemencement de la gélose Mueller-Hinton avec une suspension diluée d’Haemophilus sp ?

Answer 139

R : La première étape consiste à ensemencer une colonie d’Haemophilus sp dans 5 ml de bouillon BH réchauffé à 37°C afin d’obtenir une suspension très diluée d’Haemophilus.

Question 140

Q : Pourquoi est-il important de ne pas toucher la gélose avec le fil bouclé lors du prélèvement des colonies pour l’ensemencement ?

Answer 140

R : Il est important de ne pas toucher la gélose avec le fil bouclé pour éviter d’apporter des facteurs présents dans la gélose qui pourraient fausser les résultats du test.

Question 141

Q : Quelles sont les étapes suivantes après avoir déposé la suspension diluée d’Haemophilus au centre de la gélose Mueller-Hinton ?

Answer 141

R : Après avoir déposé la suspension diluée d’Haemophilus au centre de la gélose Mueller-Hinton, les étapes suivantes sont :

Faire un tapis bactérien en utilisant un râteau de plastique.
Déposer les disques de facteurs X et V sur la gélose, séparés de 1,5 cm.
Ajouter une strie de Staphylococcus, à environ 3 cm des disques, sur la surface de la gélose Mueller-Hinton.

Question 142

Q : Quelle est la méthode d’ensemencement de la gélose au sang pour la gélose #2 ?

Answer 142

R : Pour la gélose #2, on utilise un fil bouclé pour ensemencer une goutte de la dilution des bactéries d’Haemophilus sur les 2/3 de la surface de la gélose au sang. Le dernier tiers de la gélose ne doit pas être ensemencé. Ensuite, on ajoute une strie de Staphylococcus spécialement identifiée pour Haemophilus sur la surface de la gélose au sang, en commençant sur la partie stérile et en terminant sur la partie ensemencée d’Haemophilus.

Question 143

Q : Pourquoi est-il important de commencer l’ensemencement du Staphylococcus sur la partie stérile de la gélose au sang et de terminer sur la partie ensemencée d’Haemophilus dans la méthode de la gélose #2 ?

Answer 143

R : Cette méthode permet de vérifier l’hémolyse du Staphylococcus et de Haemophilus. En commençant sur la partie stérile de la gélose au sang, on peut observer l’hémolyse du Staphylococcus, puis en terminant sur la partie ensemencée d’Haemophilus, on peut également évaluer l’hémolyse de Haemophilus.

Question 144

Q : Quelle est la méthode d’ensemencement pour la gélose #3 ?

Answer 144

R : Pour la gélose #3, on ensemence une portion de colonie d’Haemophilus par méthode hybride sur une gélose chocolatée.

Question 145

Q : Pourquoi observe-t-on parfois des mini colonies autour de la strie de Staphylococcus sur la gélose #3 ?

Answer 145

R : Cela peut se produire si du facteur X présent dans les milieux Fildes ou chocolaté est amené lors du prélèvement des colonies. Le peu de facteur X est suffisant pour une très légère croissance des Haemophilus.