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CE II > CM3 BIOTECNOLOGIA REPRODUCTIVA EQUINA > Flashcards

CM3 BIOTECNOLOGIA REPRODUCTIVA EQUINA Flashcards

1
Q

Cuales son las ventajas de la IA con bajos volumenes?
y las desventajas?

A
  • Posibilidad de inseminar más yeguas con una sola dosis de un semental muy valioso
  • Parte del tratamiento en endometritis poscubrición recurrentes en yeguas
  • IA con semen sexado
  • Solución en semental subfértil después de SLC o DLC

desventajas:
- Técnica más costosa (tiempo, personal y equipo)
- Tasas de preñez variables

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2
Q

cuales son los volúmenes estándar de una dosis de semen? y los spz totales? y los motiles progresivos?
donde se realiza la IA (referencia a que parte del utero)

A
  • Volumen: 20-40 mL
  • 1000 x 106 espermatozoides TOTALES
  • Mínimo 500 x 106 espermatozoides mótiles
    progresivos
  • IA en cuerpo uterino
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3
Q

cuales son los volúmenes de una dosis de bajo volumen de semen? y los spz totales?
donde se realiza la IA (referencia a que parte del utero)

A
  • Volumen: < 5 ml
  • 100-200 x 106 espermatozoides TOTALES
  • IA IU profunda o IA histeroscópica
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4
Q

histerescópica (IA de bajos volumenes):
Cuando se IA? como se hace

A
  • IA post-ovulación: 36-44h después de
    inducción de la ovulación con HCG /
    buserelina, ya que será el pico de LH y saldrá el ovulo
  • Paso del endoscopio a través del cérvix
    y hasta la papila oviductal
  • Aspiración semen a través de un catéter
    en el canal de trabajo y posterior
    depósito en la papila o ampolla
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5
Q

cual es la finalidad de obtención de un sexo y otro en función de la aptitud (semen sexado)?

A
  • Hembras en la disciplina de polo
  • Machos en concursos morfológicos
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6
Q

con que instrumento se hace el semen sexado? que es realmente

como se realiza este tipo de semen

que es lo malo de este tipo de semen

A

sorter. Es un citómetro de flujo

  • Obtención del eyaculado
  • Diluciones y centrifugaciones
  • Tinciones (H33342) e incubaciones
  • Los spz pasan por el citómetro
  • Separación en portadores de X (mas grande por lo que emite mayor fluorescencia) o Y
  • Obtención de la muestra sexada

malo: Lo malo de esto es que es muy lento y todo depende de la morfologia y anatomia del spz. Los spz de los caballos son cabezas redondas por lo que tienen que pasar muy lento para que el laser los reconozca bien

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7
Q

V o F. el semen sexado congelado en caballos es muy usado

A

F. En vacas si

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8
Q

V o F. En caballos la obtención de 1 dosis de semen sexado implica mucho tiempo y elevado coste

A

V

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9
Q

que es la transferencias de ovocitos?
cuando es muy eficiente de usar?

A

Consiste en la aspiración folicular del ovocito de la yegua donante y transferencia quirúrgica al oviducto de una yegua receptora, previamente sincronizada con la donante e
inseminada con el semental deseado

Es la técnica de reproducción asistida más eficiente en conseguir una preñez cuando la yegua donante no puede producir un embrión por sí sola

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10
Q

que es la transferencias de ovocitos?
cuando es muy eficiente de usar?

A

Consiste en la aspiración folicular del ovocito de la yegua donante y transferencia quirúrgica al oviducto de una yegua receptora, previamente sincronizada con la donante e
inseminada con el semental deseado

Es la técnica de reproducción asistida más eficiente en conseguir una preñez cuando la yegua donante no puede producir un embrión por sí sola

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11
Q

en que tipo de yeguas esta indicada la transferencia de ovocitos

A
  1. Endometritis crónicas refractarias (piómetra): el endometrio ha sido sometido a la acción de agentes
    infecciosos durante demasiado tiempo
  2. Adherencias uterinas o endometriosis severa
  3. Laceraciones cervicales irreparables
  4. Alteraciones oviductales: bloqueo de oviducto sin respuesta al tratamiento
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12
Q

que técnicas existen para la obtención de ovocitos? que tipos de folículos se aspiran?

A
  • ovum pick up (opu)
  • aspiración a traves del flanco

-preoculatorios
-en crecimiento

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13
Q

como preparamos a la hembra donante en una transferencia de ovocitos?

A
  • Sedación de la yegua donante (xilacina)
  • Anestesia epidural caudal (mepivacaína)
  • Sondaje uretral
  • Lavado y desinfeccion de la zona perianal
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14
Q

como se inicia la tecnica OPU

A
  • La sonda ecográfica con el canal de trabajo para
    aspiración de ovocitos se introduce vía vaginal
  • La manipulación de los ovarios se hace vía rectal: se
    acerca el ovario a la pared vaginal
  • Una vez localizado el folículo mediante ecografía, se
    aspira el líquido folicular que se recogerá en un tubo
  • Se realizan varios lavados del folículo con fluido +
    anticoagulantes y se recoge en el tubo
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15
Q

como se cultiva y madura los ovocitos

A
  • Laboratorio: se buscan los ovocitos con una lupa
    atemperada bajo cámara de flujo laminar
  • Los ovocitos obtenidos de folículos inmaduros
    necesitan madurar in vitro con FSH y LH.
    Incubadora a 38,5ºC y 5% de CO2 (24-30 horas)
  • Los ovocitos obtenidos de folículos preovulatorios
    no necesitan madurar in vitro porque ya han
    madurado dentro del folículo
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15
Q

como se buscan los ovocitos

A
  • Laboratorio: se buscan los ovocitos con una lupa atemperada bajo cámara de flujo laminar
16
Q

como se maneja a la yegua receptora en OPU

A
  • Inducción de la ovulación 30 horas antes de la
    transferencia (buserelina o HCG)
  • Inseminación artificial con semen fresco o
    refrigerado mínimo 10 horas antes de la
    transferencia
  • Manejo rutinario post-IA
  • Aspiración previa de su propio ovocito y posterior
    transferencia del de la donante
17
Q

como se finaliza la tecnica OPU

A
  • Cirugía en estación
  • Sedación: detomidina + butorfanol
  • Anestesia epidural: mepivacaína
  • Preparación y desinfección del campo quirúrgico (flanco)
  • Exteriorización del ovario
  • Aspiración del folículo/folículos dominantes para quitar
    el ovocito/ovocitos de la receptora
  • Localización del oviducto y transferencia del ovocito de la
    donante
18
Q

indicaciones de ICSI en yeguas y en machos

cuales son las ventajas y las desventajas

A
  • Yeguas: las mismas que en TO
  • Sementales:
    • Caballos con subfertilidad marcada (10-30% de tasas de preñez)
    • Caballos muertos con pocas dosis de semen congelado
  • Ventajas: no hace falta cirugía y sólo necesitamos 1 spz porque nosotros hacemos la fecundación en el laboratorio
  • Desventajas: coste elevado, requiere material muy
    especializado y mayor destreza del técnico
19
Q

que tipos de folículos podemos obtener con ICSI

A
  • folículos en dso
  • folículos preovulatorios
  • ovarios de yeguas muertas
20
Q

como se hace la tecnica de ICSI

A
  • Microscopio invertido con pletina térmica
  • Cogemos 2-3 spz (los que mejor se muevan) y los llevamos a la zona
    limpia de la preparación
  • Elegimos el mejor y lo capturamos con el microinyector
  • Fijamos el ovocito con el micromanipulador: corpúsculo polar a las
    12.00 o las 6.00 (agujas del reloj)
  • Inyectamos el spz dentro del ovocito
  • Comprobamos visualmente que las membranas del ovocito no se han
    dañado
  • Incubamos los embriones en incubadora a 38,5ºC y 5% de CO2
    durante 8 días (blastocisto expandido)
  • Realizamos TE a la yegua receptora que llevará a término la gestación
21
Q

indicaciones de GIFT (transferencia de gametos intrafalopianos) en yeguas y en machos

como se hace la tecnica

A
  • Yeguas: las mismas que en TO e ICSI
  • Sementales:
    • Caballos con subfertilidad marcada (10-30% de
      tasas de preñez)
    • Caballos muertos con pocas dosis de semen congelado

el ovocito y los spz son transferidos al oviducto de la yegua receptora
mismo procedimiento quirúrgico que en TP pero menos eficiente

22
Q

que tecnica es mejor en cuanto calidad/precio

A

TO>GIFT>ICSI

23
Q

como se realiza la tecnica de clonación

A
  • Origen de los ovocitos: OPU, a través del flanco o de
    ovarios de yeguas muertas
  • Dejar madurar los ovocitos hasta metafase II: incubar a
    38,5ºC con 5% CO2 durante 19-26h
  • Enucleación de los ovocitos en metafase II con cuerpo
    polar: extraer el material genético del ovocito mediante
    micromanipuladores
  • Introducimos el nuevo material genético mediante
    microinyectores. Este material genético lo obtenemos de un
    fibroblasto del animal que queramos clonar
  • Damos una descarga eléctrica para que se inicie las cascadas
    de mitosis y meiosis de tal manera que la célula comience a
    dividirse in vitro en incubadora a 38,5ºC y 5% de CO2
    durante 8 días (blastocisto expandido)
  • Realizamos TE a la yegua receptora que llevará a término la
    gestación
23
Q

como se realiza la tecnica de clonación

A
  • Origen de los ovocitos: OPU, a través del flanco o de
    ovarios de yeguas muertas
  • Dejar madurar los ovocitos hasta metafase II: incubar a
    38,5ºC con 5% CO2 durante 19-26h
  • Enucleación de los ovocitos en metafase II con cuerpo
    polar: extraer el material genético del ovocito mediante
    micromanipuladores
  • Introducimos el nuevo material genético mediante
    microinyectores. Este material genético lo obtenemos de un
    fibroblasto del animal que queramos clonar
  • Damos una descarga eléctrica para que se inicie las cascadas
    de mitosis y meiosis de tal manera que la célula comience a
    dividirse in vitro en incubadora a 38,5ºC y 5% de CO2
    durante 8 días (blastocisto expandido)
  • Realizamos TE a la yegua receptora que llevará a término la
    gestación
24
Q

cual es la raza mas clorada del mundo

A

polo argentino

25
Q

que ocurre con los potros clonados nacidos

A
  • Las tasas de muerte embrionaria son mayores en embriones clonados y
    los potros nacidos sufren más patologías como neonatos
26
Q

FIV

A

no funciona en caballos, investigación en progreso

27
Q

que hacemos si obtenemos unos ovocitos inmaduros? y con los preovulatorios?

A
  • Los ovocitos obtenidos de folículos inmaduros necesitan madurar in vitro con FSH y LH.
    lo metemos en la Incubadora a 38,5ºC y 5% de CO2 (24-30 horas)
  • Los ovocitos obtenidos de folículos preovulatorios no necesitan madurar in vitro porque ya han madurado dentro del folículo. Se lo podemos dar directamente a la receptora

CE II (7 decks)

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