Protéines et séquences Flashcards
Ribonucléotide réductases
réduit (enlève l’O) en position 2’ du ribose dans un NDP pour donner le dNDP.
Kinase dans la biosynthèse des désoxynucléotides triphosphates (dNTPs)
ajoute un phosphate pour faire un dNTP
dNDP à dNTP
dUDP phosphatase
donne dUMP
thymidylate synthétase
le 5-méthyl est ajouté au dUMP par la thymidylate synthétase via le tétrahydrofolate (il provient du dihydrofolate via la dihydrofolate réductase)
ADN polymérase III (DnaE)
gros complexe de protéines dans lequel l’enzyme qui polymérise le nucléotides travaille avec plusieurs protéines. La polymérase III est responsable de la réplication du chromosome. Elle est processive. C’est la polymérase réplicative qui fait partie du réplisome.
Lit de 3’ à 5’ pour polymérise de 5’ vers 3’
processive car DnaN Bêta clamp
ADN polymérase I
activité exonucléase 5’ vers 3’ (permet d’enlever les ribonucléotides ayant été incorporés pour faire l’amorce)
Donc, la polymérase I entre au nick (cassure) à l’intersection de la fin d’un fragment d’Okazaki et le début d’une amorce et elle remplace au fur
et à mesure un ribonucléotide par un désoxynucléotide grâce à ses activités exonucléase 5’-3’ et polymérase, ce qui a pour effet de déplacer la cassure
(nick translation).
distributive
DnaN
sous-unité DnaN appelée «b-clamp ou sliding clamp» (la pince b ou la pince mobile: ressemble à un «beigne») qui lui permet de synthétiser l’ADN très efficacement (1000 nucléotides par seconde) avec de très rares interruptions.
Augmente la processivité de l’ADN polymérase III
Primases (DnaG)
ADN pol initie polymérisation à groupe 3’OH déjà présent. Elles ont donc besoin d’une amorce («primer»).
-L’amorce est un petit ARN synthétisé par la primase (DnaG).
Hélicase (ou DnaB)
sépare les deux brins de l’ADN et se lie au brin discontinu.
SSB
Stabilise les simple-brins de l’hélice d’ADN, empêche la réhybridation des brins d’ADN séparés.
oriC
Origine de réplication du chromosome bactérien.
Ter
Sites de terminaison de la réplication de l’ADN
Contient boîtes DnaA haute affinité (R1,R2,R4 / ADP) et d’autres de faible,
séquences pour Fis et IHF, et DUE (AT riche)
Gyrase
Fait des surenroulements négatifs (relâchements). ADN topoisomérases qui enlève le surenroulement positif gnr en avant de la fourche de réplication (sinon obstacle)
EX: quand surenroulement positif se fait en avant du réplisosome
DnaQ
Pour Pol III et PolI exonucléase 3’ vers 5’ (comme dhab) pour corriger erreurs.
Les topoisomérases
activité de cassure de brins. passage de brins et re-fermeture
TopoI
permet de défaire les surenroulements négatifs de la gyrase en faisant du surenroulement positif
TopoIV
si supertours positifs passe en arrière de la fourche (précaténanes) ils sont enlevés par la topoIV
- La réplication est terminée avant la séparation topologique des chromosomes
Supertours diffusent en arrière et donc enlevés par topoIV (car précaténanes)
- La réplication est terminée après la séparation topologique des chromosomes
brins séparés par la TopoI et TopoIII
système Tus/ter
bloque les fourches d’une manière unidirectionnelle (pour pas dépasser le point ‘‘final’’. Facilite le couplage avec la ségrégation des chromosomes
ORC, Orc1/Cdc6, DnaA
reconnaissent des origines de réplication (oriC)
DnaA
DnA-ATP ouverture d’oriC.
ensuite converti en DnA-ADP (RIDA) qui vont sur boites de haute affinité (pré-RC)
masse d’initiation
de novo à chaque réplication
promoteur DnaA peut être méthylé = diminution de la réplication (GATC dans boite à faible affinité) bloquent assemblage du complexe pré-RC
SeqA
s’attache aux séquences GATC méthylées (A) à un brin (ADN hémi-méthylé) et agit avec membrane plasmique. (empêche une autre ronde de réplication en séquestrant oriC)
Dam
méthyle ADN. Surexpression donne augmentation de la réplication car compétition avec SeqA.
RIDA
hydrolyse DnaA-ATP en DnaA-ADP lorsqu’il y a interaction avec bêta-clamp qui est SUR ADN.
DARS
promouvoir accumulation de DnaA-ATP / séquence éloignées d’oriC. enlève un nucléotide de DnaA-ADP pour libérer DnaA = permet formation de DnaA-ATP
daTA
titration de DnaA. DnaA-ATP qui est titré (haute affinité)
PriA
réassemblage des fourches de réplication lorsqu’une fourche de réplication arrêtée ne peut redémarrer (obstacle, cassures dans ADN) ex: D-loop jonction 3’ ou fourche
RecA
s’attache sur l’ADN simple brin (polymérise 3’ vers 5’) . Catalyse échange de brins pour la recombinaison homologue
RecBCD
Hélicase et exonucléase (complexe qui fourni le substrat approprié pour RecA)
RuvAB
catalyse la migration des jonctions de Holliday obtenues à la réaction d’échange par RecA + aide de RuvC pour couper la jonction
RecFOR
Complexe qui interagit avec le brin d’ADN non-continu et permet chargement de RecA sur lui (réparation des fourches de réplication arrêtes suite à dimère de pyrimidine)
FtsK, XerCD, TopoIV(par) et sites dif
décaténation (résolution de dimères)
dif répliqués (près de Ter)
XerCD se lie à Ftsk et à dif.
TopoIV avec FtsK au centre de la cellule et MukB pour faire en sorte que caténane n’empêche pas la condensation
gyrase : surenroulement négatif
MukB condensine
FtsK, gyrase, MukB
ségrégation
FtsK translocase déplace dif (avant XerCD) via KOPS (dif près de ter!!)
on pompe au centre de la cellule les sites dif.
FtsZ (GTPase)
Anneau Z (si=FtsZ-GTP) / tubuline/microtubule, septum, premier dans division cellulaire. Si pas présent aucune autre protéines du divisome l’est.
FtsA
similaire a FtsZ, mais homologue de l’actine et impliqué dans la formation du septum.
MreB
homologue actine, filaments cytosquelette (structures hélicoïdale) , croissance du peptidoglycane, interaction avec FtsZ pour amener dans septum en formation, les enzymes impliqués (PBP) dans la synthèse longitudinale de la paroi, afin qu’ils synthétisent la paroi de division.
-Il y aura donc un couplage entre division et élongation qui serait initié par l’interaction FtsZ-MreB.
Le divisome
Protéines du divisome:
-cytosoliques: FtsZ, FtsA, ZipA et ZapA.
-membranaires:
1-avec un seul domaine transmembranaire: (FtsI, FtsL, FtsQ, FtsN, FtsB)
2-avec plusieurs domaines transmembranaires: FtsK et FtsW.
-FtsI , FtsL et FtsQ requisent pour assemblage du septum
- FtsI (aussi appelé PBP3 (PBP: penicillin binding protein) est responsable de l’activité transpeptidase impliquée dans la synthèse du peptidoglycan.
- FtsL, FtsQ et FtsB connectent les protéines assemblées précocement (proto-ring: anneau Z avec protéines stabilisatrices, FtsA et ZipA) et celles assemblées tardivement, tel que FtsN.
- FtsN se positionne tardivement dans le divisome et sa fonction est associée à son domaine périplasmique.
- Un manque de FtsN cause le démantèlement des autres membres du divisome y compris le proto-ring.
- FtsN interagit avec de nombreuses autres protéines du divisome et avec certaines muréine-synthétases.
Modèle d’assemblage du proto-ring
Des FtsZ-GTP contactent (via C-terminal) des FtsA-ATP qui sont liés à la membrane.
ZipA est compacte dans la membrane.
Réarrangements des composants du proto-ring: désassemblage de l’oligomère FtsA qui implique une compétition entre ZipA et FtsA pour le C-terminal de FtsZ,
grâce à la formation d’une conformation allongée de ZipA = début de la synthèse de peptidoglycan septal d’une manière indépendante de FtsI (Inconnu)
c- Après le désassemblage de l’oligomère FtsA, le domaine C1 de FtsA est alors libre pour recruter d’autres protéines: FtsN et FtsI
d- La constriction de la cellule associée à la synthèse du peptidoglycan septal peut être initiée par une force transmise par ZipA et FtsA
venant du mouvement dy polymère FtsZ.
Cette constriction peut être stabilisée par le peptidoglycan septal nouvellement synthétisé par FtsI.
SlmA
occlusion du nucléoide : pas de formation du septum tant que chromosome présent au centre. (SlmA s’associe à l’ADN) inhibe FtsZ
MinCDE
régulation de la division cellulaire dans l’espace :
MinD s’attache à la membrane et à MinC qui inhibe FtsZ.
MinE fait oscillé continuellement le complexe MinCD entre les pôles inhibant la polymérisation de FtsZ aux pôles.
MinE, forme un anneau autour du centre cellulaire et prévient l’action et la localisation de MinCD à cet endroit= FtsZ peut polymériser seulement à cet endroit.
ParAB et MreB TipN (moins importante)
un des deux oriC migre rapidement vers l’autre pôle tandis que l’autre reste à la même place (Partition)
ParA
ATPase (boîte Walker A) qui forme un filament une fois avec ParB une fois attaché à parS (ségrégation) ce qui pousse régions oriC et les éloigne l’une de l’autre.
MipZ
inhibiteur de la polymérisation de FtsZ (concentration plus basse au centre de la cellule)
ressemble à ParA (interaction avec ParB ataché à parS près d’oriC)= lui aussi va au pôles de la cellule
CtrA,oriC,DnaA
actif=phosphorylé
CtrA-P aux sites à oriC pour pousser DnaA et inhiber réplication (MOBILE)
si pré-divisionnel=perd P et dégradé
CtrA, CckA, ChpT, DivK, DivJ, PleC
Mobiles: PleC dé-phosphoryle DivK, CckA voit ça et phosphoyrle CtrA via ChpT.
Pré-dévisionnel (perte du flagelle) : DivJ remplace PleC et DivK se phosphoryle et permet de déphosphoryler CtrA
CckA, ChpT et CpdR
Active CpdR en le phosphorylant: CIpXP pour dégrader CtrA = activation rapide de la réplication
Spo0A
régulateur d’un système à deux composantes responsable de la réponse à la famine
BCP de gènes transcrits par lui demande aussi avec ARNpol dépendante du sigma H
Spo0H
facteur sigma H
Spo0B
phosphotransférase qui transfère des P de Spo0F à Spo0A
Phosphoryler Spo0A
si peu = gènes antibio, enzymes/compétence
si bcp=active opérons de sporulation spoIIAEG (ensuite irréversible)
Spo0A-P inhibe abrB codant pour répresseur d’antibio etc
Gènes de régulation de spoA-P #kinases
FAMINE SÉVÈRE ET PERSISTANTE/dommage ADN KinAB kinases phosphorylant ++ Spo0F, ensuite Spo0B transfert à Spo0A=sporulation
kinCDE phosphoryle Spo0F à faible niveau=compétence, etc
kinase Sda
interaction avec KinAB pour inhiber (on prévient la sporualtion en cas de dommages à l’ADN)
Gènes de régulation de spoA-P # phosphatases
Spo0ELP (to much sporulationn)
LP pour F , E pour A
LP = RapAB
signaux physiologique et environnementaux
Spo0E (phosphatase pour Spo0A)
inhibé par protéine inconnue pour permettre antibio et sporulation
Régulation de RapAB (Spo0LP)
peptides PhrA et CSF (quorum sensors)
Régulation des gènes de sporulation
activation séquentielle et cpompartimentée de facteurs sigma H,E,G,K
Facteurs sigma HEFGK
E(spoIIGB) K(spoIVCB-spoIIIC) mère
F(spoIIAC) G(spoIIIG) :pré-spore
H (spo0H)
Régulation inter-compartimentée durant le développement
Après septum,
PRÉ-SPORE
-pré-spore :sigma F qui dépend de spo0 (transcrit gpr/germination et spoIIIG soit sigma G) sigma G (après avoir l’approbation de sigma E (spoIIG) de la mère.
après que sigma G: gènes ssp condensant ADN
Quels gènes ne peuvent être transcrits dans mutants spoIIIG et spoIIG
ssp
car spoIIIG(sigmaG) qui dépend aussi de spoIIG (sigma E) de la mère
Régulation inter-compartimentée durant le développement MÈRE
Après septum,
MÈRE: tôt transcription de gerM (via sigmaE/spoIIG) =germination
-sigmaE transcrit sigmaK (spoIVCB/spoIIIC) qui transcrit cotA pour protéine spore demande aussi spoIIIG(sigmaG tardif) CAR CELUI-CI DEMANDE SIGMA E
***SpoIIG=sigma E 2 avant 3 car 3 nécessite 2 pour être transcrit, soit spoIIIG qui est sigma G
Avant mère/pré-spore cellule végétative à quel facteur sigma et celui-ci active quel facteur sigma?
sigmaA qui synthétise H
septum=activation sigma F
ensuite sigma E qui aide G
finalement sigma G
FIS / phase de latence ?
remise en marche du métabolisme/type histone qui reconnait séquences spécifiques sur l’ADN/transcription ARNr et dans initiation de la réplication
Dps dans phase stationnaire
condensation accrue de l’ADN
phase stationnaire et sigma S
modifications morphologiques de la cellule et résistance au stress
Lrp
régulateur transcriptionnel qui intervient dans la phase stationnaire (inversement proportionnel au taux de croissance)
mutant piège a.a. des cellules mortes
phénomène
GASP («growth advantage in stationary phase»):
Qu’est-ce qui augmente plus en milieu riche ? ARNr ou ADN?
ADN un peu (DnaA et masse d’initiation, ATP), mais encore plus ARNr
ADN glycosylases spécifiques
brisent lien glycosyl entre base endommagée et sucre dans le nucléotide (spécifique)
AP endonucléase apurinique ou apyrimidinique
coupe lien phosphodiester 5’ dommage puis ADN pol I coupe et ajout bon nucléotide puis ligase
Réparation«very short patch» (VSP) de 5-méthylcytosines désaminées
séquence 5’CCWGG3’/3’GGWCC5’ (W: weak: A ou T).
ADN méthylase (Dcm)= méthylation du deuxième C de cette séquence.
Vsr endonucléase (VSR pour «very short patch repair») pour cette séquence interagit spécifiquement avec le mauvais appariement TG, puis enlève le T de cette séquence.
ADN pol I comme précédemment.
superoxide dismutases, les catalases, et les peroxydases
dommages spécifiques causés par l’Oxygène réactif
Pour éliminer GO (7,8-dihydro-8-oxoguanine dérivée de la guanine et éviter C/G vers A/T
mutT (phosphatase) converti GO-GTP en GO-GMP
mutY(glycosylase spécifique) enlève adénine devant GO
mutM (glycosylase spécifique) enlève GO
méthyltransférases pas efficaces
éliminer les bases alkylées (sur O6-4) #NTG
photolyase ou certaines glycosylases spécifiques
enlever les dimères de pyrimidine
FADH2/lumière
système de photoréactivation
mismatch repair system (généraux)
-La région d’ADN comportant le mauvais nucléotide sera dégradée par ce système, puis polymérase III (3’ vers 5’ exonucléasique) incorporera les bons nucléotides.
peut discriminer le brin nouvellement synthétisé (celui à corriger) du brin ayant servi de matrice, puisque ce dernier est méthylé, alors que le brin nouvellement synthétisé ne l’est pas encore. SeqA/Dam
MutS(2) reconnait le mauvais appariement, MutS(2)+MutL(2)+MutH suite à hydrolyse ATP
nick par MutH dans brin au niveau GATC non-méthylée
nick devient trou par ExoI,VII,X et RecJ (3’-5’ et 5’-3’ exonucléasiques) DIRIGÉ PAR UvrD
resynthèse par ADN polIII puis nick enlevé par ligase
système par réparation par excision des nucléotide
UvrA(2)+UvrB se déplace.
distorsion = arrêt et UvrA quitte pour donner sa place à UvrC = activité nucléasique de UvrB = coupe alors à 4 nucléotides du côté 3’ du dommage et à 7 nucléotides du côté 5’.
uvrAB = SOS
UvrD élimine oligonuclétoide
ADN pol I re synthétise puis ligase
LexA
inhibe les gènes du régulon de la réponse SOS
se fait inhibé par RecA(co-protéase) qui amène à l’autoclivage de LexA pour permettre l’expression des gènes de la réponse SOS
RecA
Expression stimulée par apparition de régions simple-brin dans ADN (arrêt fourches de réplication par obstacles ou ARN pol)
si ++++, stimule l’expression de Umu…
ADN translesion pol (error prone) pour faire mutagenèse adaptative
Fourche de réplication arrêtée est prise en charge par…
RecBCD donne substrat à RecA
uvrABF
gènes SOS
sfiA
inhibiteur de FtsZ
UmuCD
si dommages trop nombreux
ultraviolet-induced mutations
umuD s’autoclive grâce à RecA (si ++++RecA #co-protéase)
UmuC+UmuD(2) clivées = ADN pol V + filament RecA=mutasome Pol V
passe par dessus obstacles (dimères, etc) en ajoutant en face de la lésion un nucléotide au hasard
malgré mutations on complète la réplication de l’ADN
ADN pol V et….Pol II et IV.
bêta clamp nécessaire à leur activité (sinon pas assez processives)
prédisposée aux erreurs de réplication
stress important=++ dNTPs
ADN pol translésions = apparation de mutations adaptatives
mutS est inhibé par…
rpoS
