Final

Question 1

Quel est le but de l’anesthésie chirurgicale?

Answer 1

1. Dépression du SNC (absence de perception, analgésie, inconscience, immobilisation, myorelaxation) pendant la chirurgie en gardant l’homéostasie (fonctions vitales, perfusion et oxygénation des tissus)
2. Équilibrer entre la dépression neuronale et la dépression cardiorespiratoire pendant la stimulation chirurgicale

Question 2

Monitoring du SNC

Answer 2

1. Dépression du SNC est surveillée (ex: vérification des réflexes de protection, position du globe oculaire, etc.) pour éviter une anesthésie « superficielle » ou « profonde »
2. Niveau d’anesthésie vulgarisé
   –> Légère
   –> Adéquate = anesthésie chirurgicale
   –> Profonde

Question 3

Niveau d’anesthésie
Surveillance de la dépression du SNC

Answer 3

1. Niveau 1 = sédation profonde ou hypnose
2. Niveau 2 = délirium ou excitation (observés parfois pendant l’induction ou le réveil de l’anesthésie)
3. Niveau 3 = relaxation musculaire
   –> Plan 1 = respiration rythmique, rotation ventrale des yeux, réflexes palpébraux présents
   –> Plan 2 * = plan d’anesthésie chirurgicale, perte des réflexes de protection, rotation ventrale des yeux
   –> Plan 3 = plan d’anesthésie chirurgicale profonde, progression vers paralysie des mm intercostaux
   –> Plan 4 = Paralysie des mm intercostaux, niveau profond d’anesthésie et rotation centrale des yeux
4. Niveau 4 = arrêt respiratoire puis arrêt cardiaque

Question 4

Niveau d’anesthésie

Answer 4

1. Importance! Éviter l’anesthésie profonde et la dépression des systèmes cardiorespiratoires
   –> Ajusté au besoin du patient, type de chirurgie, etc.
2. Surveillance du SNC fait partie du tableau global
   –> Prise en considération avec les autres paramètres surveillés
   –> FC, PA, FR, CO2 expiré, analyseur de gaz, etc.
   –> Moniteur multiparamétrique
3. Parfois subjectif = variabilité individuelle
   –> Patients répondent de façon différente à l’administration des anesthésiques généraux
4. Variable avec l’administration des autres médicaments (ex: analgésiques)
   –> Si la douleur est bien gérée, les besoins anesthésiques sont réduits et l’anesthésie est plus stable
   –> Les opioïdes vont appronfondir l’anesthésie et la concentration des anesthésiques devra être ajustée
5. Assurer la protection du patient

Question 5

Anesthésie injectable avec les anesthésiques dissociatifs

Answer 5

1. L’interprétation du niveau d’anesthésie est différente
2. Niveau d’anesthésie chirurgicale avec la kétamine
   –> Réflexes de protection ne sont pas complètement inhibés
   –> Réflexe palpébral présent
   –> Lacrimation est commune
   –> Respiration apneustique
   –> Inconscience doit être présente, pas le nygstamus
   –> Situations = castration chez le cheval au champ, campagne de stérilisation, anesthésie des animaux sauvages

Question 6

Le maintien dans la vision globale sur l’anesthésie

Answer 6

Question 7

Généralités des anesthésiques volatils

Answer 7

1. Médicaments volatils incolores
2. Vaporisation des liquides
3. Les halogénés sont des composés dont la structure moléculaire contient des atomes d’halogènes, FLUOR, CHLORE, BROME ET IODE = pollution environnementale

Question 8

Mode d’action des anesthésiques volatils

Answer 8

1. Pas bien connu!
2. Action sur la portion lipidique de la membrane cellulaire
3. Sites protéiques de la membrane cellulaire (GABA)
4. Action intracellulaire

Question 9

Pharmacocinétique des anesthésiques volatils

Answer 9

1. Effet anesthésique dépend de la concentration (pression partielle) a/n du SNC de l’agent anesthésique
   –> La concentration d’un gaz est directement proportionnelle à sa pression partielle
2. La concentration d’un gaz a/n cérébral est propotionnelle à la concentration alvéolaire du même anesthésique à l’équilibre
3. Importance de l’analyseur de gaz

Question 10

Facteurs contrôlant l’apport et l’absorption de l’agent anesthésique volatil

Answer 10

1. Fraction inspirée (%) et débit d’oxygène (gaz frais)
2. Circuit anesthésique
3. L’apport de l’agent anesthésique n’est PAS influencé par le patient

Question 11

Fraction inspirée en agent anesthésique

Answer 11

1. Guidée par le réglage d’un évaporateur «calibré»
2. Une concentration ÉLEVÉE est désirée lors de l’induction d’anesthésie afin d’augmenter rapidement la fraction inspirée en agent anesthésique et ainsi sa concentration alvéolaire
3. Une fois le niveau d’anesthésie idéal, l’évaporateur est réglé sur une concentration plus FAIBLE

Question 12

Circuit anesthésique

Answer 12

1. Le choix du circuit anesthésique influence la fraction inspirée en agent anesthésique
2. Système sans réinhalation (non-réinspirant)
   –> Concentration est transmise rapidement au patient
3. Système avec réinhalation (réinspirant)
   –> Volume du circuit est plus grand = modifications de réglage à l’évaporateur ne sont pas immédiatement transmises
   –> Un débit de gaz frais plus haut en début d’anesthésie permet le remplacement rapide de gaz frais par l’anesthésique volatil
   –> Différences entre petits et grands animaux

Question 13

Facteurs contrôlant l’absorption de l’agent anesthésique volatil

Answer 13

1. Solubilité du gaz représentée par le coefficient de partition sang/gaz
2. Ventilation alvéolaire
3. Gradient de concentration entre les alvéoles et les capillaires pulmonaires
4. Débit cardiaque

Question 14

Solubilité des anesthésiques volatils

Answer 14

1. Varie en fonction de l’anesthésique
2. Rapport du nombre de molécules d’un gaz dans une phase sur le nombre de molécules de gaz dans une autre phase, quand en équilibre
3. Quantifiable par le coefficient de partition sang/gaz

Question 15

Coefficient de partition sang/gaz

Answer 15

1. Ex: Coefficients de partition sang/gaz de l’isoflurane et du sévoflurane sont 1,46 et 0,6 respectivement
2. Interprétation = un coefficient de partition sang/gaz élevé indique une solubilité élevée (dans le sang)
3. Globalement, un anesthésique volatil agit plus rapidement quand son coefficient de partage sang/gaz est faible (moins soluble)

Question 16

Ventilation alvéolaire

Answer 16

1. AUGMENTATION de la ventilation alvéolaire permet d’accroître plus rapidement la concentration alvéolaire d’agent anesthésique volatil
2. INVERSE = une hypoventilation ou l’apnée pourra ralentir l’absorption (l’induction) de l’anesthésique volatil

Question 17

Gradient de concentration entre les alvéoles et les capillaires pulmonaires

Answer 17

1. Plus ce gradient de concentration est fort (situation A), plus la vitesse d’induction est rapide
2. Ce gradient favorise le passage dans le sang (ex: capillaires pulmonaires) de l’agent anesthésique

Question 18

Débit cardiaque

Answer 18

1. AUGMENTATION du débit cardiaque augmente l’absorption de l’agent anesthésique et donc, l’induction de l’anesthésie ralentit = la montée de la concentration alvéolaire est plus LENTE
2. RÉDUCTION du débit cardiaque = l’induction de l’anesthésie est plus RAPIDE lorsque le débit cardiaque est bas (ex: sepsis), car la montée en pression partielle (concentration) alvéolaire est plus RAPIDE

Question 19

En résumé *

Answer 19

La vitesse d’induction, tout comme la vitesse du réveil et d’ajustement du niveau anesthésique augmentent si:
1. La solubilité de l’agent anesthésique dans le sang est basse (coefficient de partition sang/gaz bas)
2. La ventilation alvéolaire est augmentée
3. La différence de concentration entre les alvéoles et les capillaires pulmonaires est haute
4. Le débit cardiaque est bas

Question 20

Concentration alvéolaire minimale (CAM) des agents volatils

Answer 20

Concentration alvéolaire minimale d’un anesthésique par inhalation (à 1 atm) exprimée en pourcentage volumique (%) nécessaire pour abolir la réponse motrice lors d’une stimulation «supra-maximale» chez 50% des sujets

Question 21

Quelle est l’importance de la CAM des agents volatils?

Answer 21

1. Représentation de la puissance d’un agent volatil
2. Permettre la comparaison entre:
   –> Les agents anesthésiques volatils
   –> Le même agent anesthésique d’une espèce à l’autre
3. CAM = concentration en FIN D’EXPIRATION (concentration expirée)

Question 22

Facteurs AUGMENTANT la CAM (besoin d’anesthésiques volatils)

Answer 22

Augmentation du besoin d’anesthésique volatils en clinique
1. Hyperthermie
2. Hypercapnie
3. Stimulation adrénergique

Question 23

Facteurs DIMINUANT la CAM (besoin d’anesthésiques volatils)

Answer 23

Réduction du besoin d’anesthésiques volatils en clinique
1. Âge avancé
2. Hypothermie
3. Hypotension sévère
4. Opioïdes, acépromazine, kétamine, agonistes alpha-2, etc. (prémédication et perfusion d’analgésique)
5. Pression atmosphérique

• La diminution de la CAM permet de réduire les effets néfastes des anesthésiques volatils (dépression cardiorespiratoire) = application de l’anesthésie équilibrée

Question 24

Isoflurane et Sévoflurane

Answer 24

1. Stable, pas d’agent de conservation
2. Non inflammable, non explosif
3. Sévoflurane
   –> Très faible solubilité (sang/gaz = 0.68) = augmentation rapide de la concentration alvéolaire = excellent agent d’induction
   –> $ versus isoflurane
   –> Changement très rapide du niveau d’anesthésie

Question 25

Effets sur le SNC

Answer 25

1. Dépression du SNC
2. Augmentation du débit sanguin cérébral, dépendant de la CAM
3. Augmentation de la pression intracrânienne
   –>Isoflurane est pire que sévoflurane
   –> Contre-indication dans le cas de pathologies intracrânienne
   –> Option: Anesthésie intraveineuse totale (TIVA)
4. Diminution de la consommation d’oxygène
5. Pas de perception de la douleur pendant son utilisation
   –> Mais ils ne sont pas de «vrais » analgésiques
   –> Pas d’activité antinociceptive

Question 26

Effets sur le système cardiovasculaire

Answer 26

1. Dépression de la contractilité du myocarde
2. Réduction de la résistance vasculaire périphérique = VASODILATION ET HYPOTENSION
3. Pas d’effet arythmogène, mais il y a une inhibition des barorécepteurs

Question 27

Effets sur le système respiratoire

Answer 27

1. Dépression respiratoire importante
2. Diminution de la sensibilité des chémorécepteurs et de la réponse à l’hypoxémie
   –> Augmentation de la PaCO2 (hypercapnie), diminution du volume courant, de la ventilation minute et de la réponse ventilatoire
3. Irritation des voies aériennes supérieures (sauf sévoflurane)
4. Commentaires sur l’induction « au masque » ou « dans le box »
   –> Étanchéité des masques comprimés, rétention du souffle (lapin)

Question 28

Élimination des agents anesthésiques volatils

Answer 28

1. Voies respiratoires
2. Métabolisme hépatique
   –> Sévoflurane 2%
   –> Isoflurane 0,2%
3. Élimination rénale

Question 29

Autres effets

Answer 29

1. Diminution du débit sanguin rénal, de la filtration glomérulaire et du débit urinaire
2. Diminution du débit sanguin hépatique
3. Diminution de la pression intraoculaire
4. Utilisé pour l’induction anesthésique chez les oiseaux et les reptiles

Question 30

Avantages des agents volatils

Answer 30

1. Ajustement rapide et facile du niveau d’anesthésie en modifiant le réglage du vaporisateur
2. Disponibles en Amérique du Nord
3. Apport auxiliaire d’une source d’oxygène
   –> Intubation et oxygénation
   –> Ventilation du patient
   –> Protection des voies aériennes

Question 31

Inconvénients des agents volatils

Answer 31

1. Toxicité pour le patient, le personnel et l’atmosphère
2. Maladie intracrânienne = augmentation de la pression intracrânienne
3. Effets cardiorespiratoires néfastes
   –> Problématique chez les patients ASA III et IV
   –> Solution: anesthésie équilibrée pour faire la réduction des besoins anesthésiques

Question 32

Toxicité des agents volatils

Answer 32

1. Toxicité pour le patient
2. Toxicité pour le personnel = tératogénique ?
   –> Gestation
3. Pollution atmosphérique = les molécules restent dans l’atmosphère

Question 33

Facteurs affectant le risque de toxicité

Answer 33

1. Ventilation des lieux de travail
2. Durée d’exposition et concentration
3. Débit d’oxygène utilisé
4. Présence de fuites dans le système
5. Système d’évacuation des gaz = fondamental

Question 34

Considération pour l’environnement

Answer 34

1. Hydrochlorofluorocarbures (HCFC) sont considérées moins dommageables pour la couche d’ozone
   –> Temps de vie de 5-6 ans
   –> 75-100 ans pour les chlorofluorocarbures (CFC)
2. Agents volatils contribuent < 0.01% de la libération annuelle globale de CFC et HCFC

Question 35

Anesthésie équilibrée « balancée »

Answer 35

1. Technique de l’anesthésie générale basée sur le concept que l’administration d’un mélange de petites doses de plusieurs dépresseurs neuronaux additionne les avantages, mais pas les inconvénients des composants individuels du mélange
2. Ex: utilisation des opioïdes, de la kétamine, de la lidocaïne par perfusion seule ou en combinaison, avec l’anesthésie volatil
3. Anesthésie moderne = l’anesthésie équilibrée est toujours envisagée (ex: prémédication, bloc local, perfusion, etc.) = « PIVA » en anglais

Question 36

Bolus ou Perfusion

Answer 36

BOLUS = une dose donnée d’un médicament administré en un temps relativement court (ex: 30 secondes)
1. Avantages
–> Pratique (ex: injection IM ou IV)
–> Familiarité du vétérinaire avec le médicament
2. Désavantages
–> Instabilité anesthésique au cours de la procédure parce que les médicaments sont redistribués et éliminés par l’organisme
–> Profondeur de l’anesthésie tend à changer au fil du temps
–> Lorsque le médicament est réadministré = risque d’accumulation et de surdose

PERFUSION = réservée aux médicaments sans effet cumulatif important (ex: fentanyl, propofol, etc.)
1. Un bolus est normalement nécessaire pour arriver à la concentration plasmatique efficace
2. Avantages
–> Concentration plasmatique idéale et constante
–> Si connaissance du profil pharmacocinétique du médicaments (doses connues)
3. Désavantages
–> Accumulation après plusieurs heures d’infusion
–> Réveil prolongé
–> Équipement spécifique = pousse-seringues

Question 37

Les différentes drogues: bolus et/ou perfusion

Answer 37

Question 38

Fonctions essentielles d’un appareil anesthésique

Answer 38

1. Délivrer de l’oxygène
2. Délivrer des agents volatils d’une manière sûre et avec une grande précision
3. Permettre l’élimination du dioxyde de carbone
4. Rendre la ventilation mécanique possible

Question 39

L’appareil d’anesthésie

Answer 39

Les appareils d’anesthésie sont constitués de ces SIX composantes:
1. Approvisionnement en gaz = tuyauterie et bouteilles
2. Mesure et contrôle du débit de gaz (débitmètre)
3. Vaporisateurs
4. Distribution de gaz = système respiratoire et ventilateurs
5. Évacuation des gaz et vapeurs
6. Monitoring

Question 40

Appareil anesthésique: Délivrance du gaz porteur et de l’agent anesthésique

Answer 40

1. Gaz porteur
2. Manomètre
3. Régulateur de pression
4. Débitmètre
5. Bypass d’O2
6. Vaporisateur
7. Sortie de gaz frais
8. Circuit respiratoire
9. Patient

Question 41

Composantes de l’appareil d’anesthésie

Answer 41

Parties ESSENTIELLES
1. Approvisionnement en gaz
2. Régulateurs de pression
3. Débitmètre
4. Bypass d’oxygène (flush valve)
5. Vaporisateur
6. Sortie de gaz frais

Parties ADDITIONNELLES
1. Vannes de contrôles
2. Alarme indicatrice d’une pression d’oxygène basse
3. Soupapes de surpression (APL)
4. Valves d’urgence permettant de faire entrer de l’air dans le système respiratoire en situation de manque d’oxygène
5. Dispositif de coupure d’oxyde nitreux

Question 42

L’appareil anesthésique et système de pression

Answer 42

1. Haute pression = 130-230 bar
2. Pression moyenne = 3,5-5 bar
3. Basse pression = > ou = 1 bar

Question 43

Le système à haute pression

Answer 43

Se compose de toutes les parties de la machine, qui reçoivent du gaz à la pression de la bouteille
1. Le joug de suspension qui relie un cylindre à la machine
2. Le bloc de joug, qui sert à connecter des cylindres plus grands que la taille E ou la tuyauterie à l’appareil à travers du joug
3. La jauge de pression du cylindre qui indique la pression de gaz dans la bouteille
4. Le régulateur de pression qui convertit une pression de gaz élevée et variable en une pression plus basse et plus constante, qui est adaptée à l’utilisation de la machine.

Question 44

Les gaz porteurs

Answer 44

1. Oxygène pur (O2)
2. Oxyde nitreux (N2O)
   –> Propriétés analgésiques
   –> À ne jamais utiliser sans oxygène
3. L’air médical
   –> Purifié
   –> Déshumidifié
4. Entonox
   –> Mélange de 50% d’oxygène et 50% d’oxyde nitreux
5. Dioxyde de carbone (CO2)
   –> Utiliser lors des laparoscopies

Question 45

Bonbonnes/cylindres

Answer 45

1. Récipient utilisé pour entreposer des gaz à des pressions supérieures à la pression atmosphérique
2. Matériel
   –> Alliage d’acier au molybdène = fort et léger; fortement attiré par des champs magnétiques
   –> Aluminium = pour usage à l’intérieur de l’IRM; supporte moins de pression que l’alliage au molybdène
   –> Cylindres composites = aluminium entouré de fibres de carbone en résine époxy; très solide et léger; résiste à une haute pressurisation
3. Les molécules dans la bonbonne sont beaucoup plus près une de l’autre par rapport à la pression atmosphérique = des liens peuvent se former entre les molécules = les substances peuvent se liquéfier
   –> N2O et CO2 sont des liquides dans le cylindre à température ambiante, c’est-à-dire quand on ouvre la valve, la vapeur (forme gazeuse) est relâchée
   –> N2O = ratio de remplissage à respecter pour éviter l’explosion de la bouteille
   ——> Masse de liquide dans le cylindre = masse d’eau que le cylindre peut contenir
   ——> 0,75 pour les températures modérées
   ——> 0,65 pour les températures chaudes
   –> Le cylindre doit être maintenu debout

Question 46

Maintenance et sécurité des bonbonnes/cylindres

Answer 46

1. Bonbonnes conçues de façon à tolérer des pressions de 66% supérieures à la pression de remplissage (spécifique par gaz)
2. Subissent des tests d’impact, de pression et de traction tous les 5-10 ans, tout dépendant du matériel
3. Un disque en plastique coloré (standardisé) autour du cou indique la date du prochain test
4. Dangers = feu, explosions, brûlures, congélation, équipement et lectures de jauge à pression erronées

Question 47

Cylindres d’O2 vs cylindres de N2O

Answer 47

O2
1. Contient SEULEMENT un gaz
2. Le manomètre indique la quantité d’oxygène restant

N2O
1. Contient un MÉLANGE de gaz et de liquide
2. La jauge de pression indiquera une bonbonne pleine jusqu’à l’évaporation de tout le gaz liquéfié
3. Il faut connaître le poids de la bouteille avant de pouvoir calculer la quantité de dioxyde nitreux restante

Question 48

Caractéristiques des bonbonnes de gaz porteurs

Answer 48

Question 49

Identification des bonbonnes/cylindres

Answer 49

Étiquette et gravure sur le côté du bloc de vannes
1. Nom du contenu, symbole chimique, spécification du produit
2. Numéro de lot = usine de remplissage, date de remplissage, date de péremption, contenu, taille
3. Contenu du cylindre (L)
4. Pression maximale du cylindre
5. Numéro de licence du produit
6. Code de taille du cylindre
7. Symboles d’avertissement de danger
8. Mode d’emploi, de stockage et de manipulation

Question 50

Taille des bonbonnes

Answer 50

1. Système d’étiquetage alphabétique
   –> A étant le plus petit
   –> J étant le plus grand
   –> Il y a maintenant des sous-divisions, par exemple, AV, AZ, etc.
2. Taille E comme source d’oxygène d’urgence sur la plupart des appareils d’anesthésie

Question 51

Où placer les cylindres?

Answer 51

1. Collecteurs de gaz
2. Machine anesthésique
   –> Source d’oxygène de réserve
   –> Facilite le transport des patients
   –> Taille E

Question 52

Rangement des bonbonnes

Answer 52

1. À l’abri, non soumises à des températures extrêmes
2. Endroit sec, propre et bien ventilé
3. Bon accès pour les livraisons, sur le sol raisonnablement plat
4. Prévoir une façon de séparer les bonbonnes pleines des bonbonnes vides
5. Séparer les différents gaz et tailles de bonbonnes; usage médical vs non médical à part
6. Permettre une rotation stricte des stocks (les vieilles bouteilles passent en premier)
7. Loin des matériaux combustibles ou des sources de chaleur ou d’inflammation
8. Symboles d’avertissement; interdiction de fumer
9. Permettre le stockage vertical des grands cylindres dans des enclos en béton et le stockage horizontal des petits cylindres dans des étagères en bois ou en plastique pour éviter d’endommager les cylindres
10. Maintenir la température supérieur à 10 degrés Celsius si vous stockez des bouteilles d’Entonox pleines
11. Empêcher l’entrée de toute personne non autorisée

Question 53

Comment manipuler les cylindres du collecteur de gaz en tout sécurité

Answer 53

1. Ne pas manipuler les bonbonnes avant d’avoir suivi une formation sur les mesures de sécurité liées à la manipulation des bonbonnes
2. Sécuriser en place et maintenir en position droite
3. Vérifier le code des cylindres et lire les étiquettes avant chaque utilisation
4. Porter des vêtements de sécurité
5. Déplacement = mettre le capuchon, utiliser le chariot dédié à cette tâche et sécuriser en place
6. Ne jamais installer à proximité de sources d’ignition ou de feux ouverts
7. Ne jamais frapper les bonbonnes violemment ou les laisser tomber
8. Ne jamais lubrifier ou graisser
9. Ne jamais utiliser de force pour ouvrir ou fermer les valves

Question 54

Autres sources d’oxygène: Oxygène liquide

Answer 54

1. Souvent, dans les grands hôpitaux avec une demande en oxygène élevée, comme c’est le cas au CHUV
2. L’oxygène est stocké à -183 degrés Celsius bien en dessous de sa température critique de -119 degrés Celsius, car les gaz ne peuvent être liquéfiés par pression que s’ils sont stockés en dessous de leur température critique
3. L’oxygène liquide se trouve au fond du récipient; l’oxygène gazeux flotte au-dessus à une pression de 12 à 20 bar

Question 55

Autres sources d’oxygène: Concentrateur d’oxygène

Answer 55

1. Filtration de l’azote de l’air ambiant à l’aide des filtres de zéolite afin de produire de l’oxygène à concentration 95%
2. Permet un flux de 0,1 à 10L d’oxygène
3. Peut-être incorporé dans une machine anesthésique
4. Utile en phase postopératoire si les locaux n’ont pas de source d’oxygène centrale

Question 56

Jauge à pression

Answer 56

1. Mesure du contenu
   –> Cylindres individuels
   –> Tuyauterie (système)
   –> Contenu d’O2 (L) = capacité d’eau (volume) (L) x pression (bar)
2. Exemple: cylindre de taille E
   –> Capacité d’eau du cylindre = 4,67L; pression 145 bar
   –> 4,67 x 145 = 680 L
3. Un cylindre de taille E contient 680 L d’O2 lorsqu’il est rempli à 145 bar = 14 500 kPa = 2 102,5 psi à 20 degrés Celsius

Question 57

Environ quelle quantité d’oxygène reste-t-il dans un cylindre de taille E si la pression sur le manomètre est à 300 psi?

Answer 57

A. 95 L
B. 125 L
C. 97 L
D. 50 L

Question 58

Pertinence de la jauge à pression
Exemple:
1. Une chienne de 25kg nécessite une laparotomie afin de retirer son utérus à la suite d’un pyomètre. Le temps d’anesthésie est estimé à 2h
2. La capacité d’eau du cylindre est de 10L
3. Le jauge de pression affiche une pression de 150 psi
4. Le débit de gaz frais (DGF) est de 30ml/kg/min

Y a-t-il assez d’oxygène dans la bonbonne pour réaliser cette chirurgie?

Answer 58

1. DGF = 30 ml/kg/min x 25 kg = 750 ml/min
2. Temps d’anesthésie 2 h = 120 min
3. Total d’oxygène consommé = 750 ml/min x 120 min = 90 000 ml (90 L)
4. Contenu d’oxygène de la bonbonne = 150 psi = 10,3 bar
5. Volume d’oxygène dans le cylindre = 10,3 bar x 10 L = 103 L
6. Oui, il reste assez d’oxygène dans le cylindre (90 L vs 103 L)

Question 59

Jauge pression (image)

Answer 59

1. Jauge à pression indiquant la pression du cylindre en O2
2. Bouton de réglage de la pression du système
3. Jauge à pression indiquant la pression dans le système

Question 60

Régulateur de pression

Answer 60

1. La pression doit être réduite pour assurer la délivrance au débitmètre, au vaporisateur et au patient
2. La réduction de la pression se fait en 2 étapes
   –> Réduction à la source (bonbonne de 130-230 bar à 3,5-5 bar) = les régulateurs réduisent la pression de la bonbonne de 130-230 bar à 3,5-5 bar)
   –> Réduction à la machine (débitmètre de 3,5-5 bar à 1 bar)

Question 61

Comment le gaz se rend-t-il à la machine d’anesthésie?

Answer 61

1. Système de sécurité nommé « Pin Index Security System ou PISS » sur bonbonnes de taille E
   –> Les trous sur le cylindre doivent correspondre aux broches joug ou du régulateur de pression
   –> Principalement utilisé dans de petits cylindres qui sont directement attachés à l’appareil d’anesthésie
2. Pour les sources de gaz plus large que des bonbonnes E ( >680 L)
   –> Les gaz sont introduits dans un réseau de tuyaux étiqueté et codé par couleur qui se termine par des prises rapides (Schrader) au mur

Question 62

Du mur jusqu’à la machine d’anesthésie

Answer 62

1. Des tuyaux flexibles relient la sortie terminale à la machine d’anesthésie, ils contiennent:
   –> Un connecteur « Schrader » = le connecteur de chaque alimentation en gaz a un collier d’indexation protubérant avec un diamètre unique qui s’adapte uniquement à la prise murale « Schrader » pour le même gaz
   –> Des tuyaux aux couleurs standardisées pour chaque gaz porteur (correspondent à la couleur des cylindres)
   –> Un « Non-Interchangeable Screw Thread (NIST) » = assure un raccordement de tuyau spécifique pour chaque gaz porteur
   ——> Sonde = a un profil unique pour chaque gaz, qui s’adapte uniquement au raccord sur la machine pour ce gaz
   ——> Écrou = même diamètre et même filetage pour tous les services de gaz, mais ne peut être fixé à la machine que lorsque la sonde est engagée
2. Des vannes de réductions garantissent que la pression dans la tuyauterie de gaz anesthésique est de 3,5-5 bar

Question 63

Dispositifs de sécurité: Gaz porteur

Answer 63

1. Systèmes construits pour minimiser les erreurs
   –> Code de couleur et étiquetage (cylindres et tuyauterie)
   –> « Pin Index Safety System (PISS) » (cylindres et joug de suspension)
   –> « Non-interchangeable screw thread » (tuyauterie)
   –> « Diameter index safety system » et prises rapides (tuyauterie)
2. Afin d’éviter des excès/fluctuations de pression
   –> Régulateurs de pression

Question 64

Deuxième réduction de pression

Answer 64

1. La réduction finale à des pressions atmosphériques se fait par les débitmètres
   –> Spécifiques à l’agent
   –> Code de couleur ou de touche
   –> Précis
2. Contrôle le débit de gaz au vaporisateur et au patient

Question 65

Débitmètre

Answer 65

1. Calibré pour chaque gaz
2. Tube(s) conique(s) avec des graduations pour marquer le débit
3. Flotter tournant
4. Vanne de régulation de débit (soupape à pointeau, fermez doucement!!)
5. Comment lire le débit?
   –> Flotteur = ligne en haut
   –> Balle = au milieu

Question 66

Vérification du bon fonctionnement du débitmètre avant l’anesthésie

Answer 66

1. S’assurer que chaque flotteur monte et tourne d’une manière libre quand le débitmètre est ouvert
2. Éteindre chaque débitmètre, puis vérifier la position du flotteur sans flux de gaz porteur (retombe à zéro)

Question 67

By-pass d’oxygène « Flush »

Answer 67

1. L’oxygène est directement apporté au système respiratoire sans passer par le vaporisateur par avant
2. Flux de 35-75 L/min = surtout, ne pas utiliser quand le patient est connecté au système respiratoire
3. Peut être utilisé pour enlever rapidement les agents volatils du système respiratoire

Question 68

Fonctions du vaporisateur

Answer 68

1. Permet une évaporation contrôlée d’un liquide anesthésique
2. Permet la dilution d’une vapeur anesthésique dans le gaz porteur
3. Permet la livraison d’une gamme de concentrations de la vapeur anesthésique à un débit précis et stable
4. Relâche d’agent stable, indépendamment de la température ou de la pression
5. Calibré pour les différents agents volatils

Question 69

Les différentes parties du vaporisateur

Answer 69

1. Molette de réglage ou « dial »
2. Chambre de vaporisation
3. Voie court-circuit
4. Port de remplissage
5. « Sight glass »

Question 70

Montage des vaporisateurs

Answer 70

1. Monté sur la cage
2. Barre « Selectatec »
   –> Permet d’installer et de retirer facilement les vaporisateurs
   –> Facilite le changement d’un vaporisateur/agent volatil à un autre
   –> Quand plusieurs vaporisateurs sont installés sur la barre « Selectatec », une mesure de sécurité fait en sorte qu’UN SEUL VAPORISATEUR puisse être mis en route à la fois

Question 71

L’utilisation du vaporisateur

Answer 71

Avant chaque usage
1. Vérifier le niveau de l’agent volatil
2. Vérifier que le port de remplissage est fermé
3. Vérifier que la molette de réglage tourne facilement
4. Vérifier que le vaporisateur est bien installer sur la barre arrière (« backbar »)

Précautions
1. Tenir debout = ne jamais basculer vers les côtés
2. Remettre la molette de réglage à zéro
3. En situation où un remplissage du vaporisateur est nécessaire pendant l’anesthésie, toujours fermer la molette de réglage avant
4. Ne pas oublier de rallumer le vaporisateur une fois rempli

Question 72

Remplissage du vaporisateur

Answer 72

Pour éviter des erreurs humaines lors de remplissage des vaporisateurs, plusieurs systèmes de sécurité ont été mis en place:
1. Chaque agent volatil a une couleur standardisée
2. Il y a des clés de remplissage avec des rainures individuelles pour chaque agent
–> Forme distincte de l’embout avec des rainures individuelles
–> Capuchon avec rainures individuelles empêchant de visser la mauvaise clé sur une bouteille d’un autre agent anesthésique (sur l’adaptateur)
–> Contrepartie type « serrure et clé » du capuchon sur le col de la bouteille (sur la bouteille; pas sur image)

Question 73

Sortie des gaz frais

Answer 73

1. Sortie du mélange de gaz porteur et anesthésique à la concentration prédéfinie
2. La localisation dépendra de la machine
3. Site de branchement du système respiratoire
   –> Par exemple: circuit respiratoire circulaire ou circuit Bain
4. Taille standard de 22 mm

Question 74

Aide-mémoire « checklist »

Answer 74

1. Avant chaque utilisation, vérifier que la machine d’anesthésie est opérationnelle!
2. À vérifier:
   –> Gaz allumés
   –> Vaporisateur bien installé et rempli d’anesthésiques
   –> Pas de fuite dans le système
   –> Connaissance des fonctionnalités
3. Checklist AVA

Question 75

Classification des systèmes respiratoires

Answer 75

1. Au moins 8 classifications de systèmes différents ont été décrites
2. On s’en tiendra aux choses simples et on parlera simplement des systèmes AVEC ou SANS RÉINHALATION
   –> Le système circulaire = système AVEC réinhalation
   –> Le système Bain = SANS réinhalation

Question 76

Le système respiratoire CIRCULAIRE

Answer 76

1. Permet la réinhalation des gaz expirés après l’absorption du CO2
2. Arrivée de gaz frais (sans CO2)
3. Valve unidirectionnelle inspiratoire (sans CO2)
4. Pièce en Y = patient
5. Valve unidirectionnelle expiratoire (avec CO2)
6. Sac réservoir (avec CO2)
7. Soupape = évacuation des gaz
8. Bac à chaud = filtre CO2
9. Circuit continu

Question 77

Composantes du système

Answer 77

1. Valve inspiratoire et expiratoire
   –> Légère
   –> Unidirectionnelle
   –> Danger d’adhérence
2. Circuit respiratoire corrugué (jetable)
3. Sac réservoir ou « bag »
   –> Réservoir de gaz durant l’inspiration
   –> Permet la ventilation assistée
   –> Permet l’observation de la respiration
   –> Taille: 1L par 10 kg; ou 1-3 x VT max (15-20 ml/kg) ou 2-6 x VT normal (10 ml/kg)
4. Chaux sodée (ex: sodasorb)
   –> Absorbe le CO2 expiré par l’animal
   –> Permet la « réinhalation » de gaz expirés
   –> Que se passe-t-il quand la chaux est épuisée? Changement de couleur de la chaux
5. Valve APL « valve d’échappement » - soupape
   –> Permet d’utiliser le système de 2 manières différentes = semi-ouvert ou fermé
   –> Permet la ventilation à pression positive (fermé)
   –> Doit rester ouverte lors de la respiration spontanée (semi-ouvert)

Question 78

Pourquoi un sac réservoir?

Answer 78

1. Permet d’évaluer subjectivement la ventilation de l’animal (mouvement du ballon)
   –> Taille 0,5, 1, 2, 3, 4, 5, 6L chez les animaux de compagnie; 15, 20, 30L chez les grands animaux
   –> Trop petit = peut collapser lorsque l’animal prend une respiration
   –> Trop grand = augmente le volume du circuit donc la constante de temps du circuit
2. Permet d’accommoder des fluctuations/augmentation de pressions sans affecter négativement le patient (loi de Laplace)
3. Réservoir de gaz pour la prochaine inspiration
4. Permet d’assister la ventilation du patient!
   –> Si apnée ou hypoventilation = fermer la valve d’échappement et assister la ventilation en comprimant le ballon
   –> Environ 1 seconde en inspiration pour arriver à une pression de 10 cm H2O
   –> Relâcher la ballon
   –> Ouvrir la valve d’échappement après

Question 79

La chaux sodée

Answer 79

1. Réaction exothermique = création de chaleur, chaud au toucher
2. Caustique!
   –> Porter gants, lunettes et masque au changement
3. Dégradation des agents volatils par la chaux
   –> Plus marquée avec agent dessiqué et chaud
   –> Formation de composés toxiques (Compound A, B, C avec sévoflurane, monoxyde de carbone, etc.)

Question 80

Ventilation mécanique

Answer 80

1. Si hypoventilation ou apnée persistante, ventilation mécanique possible!
   –> Remplace le sac réservoir
2. Le ventilateur s’occupe alors de ventiler l’animal pour vous
   –> Choisir le VOLUME TIDAL pour patient (10-20 ml/kg, atteinte pression d’environ 10 cm H2O)
   –> Choisir FRÉQUENCE RESPIRATOIRE pour patient (8-25 rpm)
   –> Choisir RATION INSPIRATION : EXPIRATION (1:2, 1:3) = Dicte le temps en inspiration et temps en expiration

Question 81

Caractéristiques du système RÉINHALATOIRE

Answer 81

1. Système respiratoire circulaire (coaxial)
2. Indiqué pour l’anesthésie des animaux > 10kg, car résistance non-négligeable dans le système
3. Protection pendant l’inspiration par:
   –> Valves unidirectionnelles = protègent animaux contre la poussière de la chaux
   –> Filtration de CO2 par la chaux sodée
4. Seule la quantité d’oxygène consommée par le métabolisme de l’animal doit être apportée au patient
5. Le mélange de gaz inspiré par le patient est chaud et humidifié

Question 82

Considération regardant l’anesthésie volatile avec un système RÉINHALATOIRE

Answer 82

1. Tout changement de concentration de l’agent volatil (ex: isoflurane) n’atteint pas directement le patient, mais entre dans le volume du système = changement de profondeur d’anesthésie lente
2. L’ajustement de temps du système est exprimé par la constante de temps Tc
3. Un changement complet prend 4-5 Tc
4. Tc = volume du système / débit de gaz
5. Facteurs que nous pouvons influencer:
   –> Éviter d’utiliser un sac réservoir de trop grande taille (augmente inutilement le volume du système)
   –> Utiliser un débit de gaz frais élevé quand un changement de profondeur d’anesthésie est nécessaire
6. Taille optimale du sac réservoir = 6x le volume courant du patient, c’est-à-dire 6 x 10-15 ml/kg

Question 83

Comment utiliser le système RÉINHALATOIRE

Answer 83

1. Utiliser un débit de gaz frais > ou = 100 ml/kg/min pendant environ 10-15 mins au début de l’anesthésie
2. Maintenance:
   2.1 Semi-ouvert: DGF = 20-50 ml/kg/min ou 500 ml/min (volume technique) + 10 ml/kg/min
   –> DGF dépasse le besoin métabolique du patient, le volume superflu doit être évacué via la soupape à l’aspiration médicale
   2.2 Fermé: DGF = 3-5 ml/kg/min
   –> Seuls les besoins métaboliques sont couverts
   –> Difficile à utiliser, normalement réservé à la recherche

Question 84

Systèmes NON-RÉINHALATOIRES

Answer 84

1. Systèmes respiratoires simples
2. Peu de résistance dans le système = idéal pour les patients de petites tailles (<10 kg)
3. Pas de réinspiration de gaz, donc aucune filtration de CO2 nécessaire
4. Débit de gaz frais plus élevés nécessaire pour chasser le CO2 expiré du système
   –> 1,5-2 x le volume minute du patient = 1,5-2 x 15 ml/kg x 10 respirations/min = 225 - 300 ml/kg/min
   ——> Bain: 150 - 400 ml/kg/min
   ——> Pièce en T: 400 - 600 ml/kg/min
   –> Attention! : Les gaz sont froids, secs et irritants pour les voies respiratoires
   ——> Favorise l’hypothermie du patient = prévoir un réchauffement actif lors de la procédure
5. Classification
   –> Système Mapleson A-F (1954)
   –> Mapleson D (BAIN) plus commun en Amérique du Nord
   –> E/F (PIÈCE EN T) aussi utilisé en Europe

Question 85

Système Bain

Answer 85

1. Coaxial
2. Non-réinhalatoire (si utilisé correctement)
3. Risque de réinhalation sauf en présence d’un débit de gaz frais (DGF) adéquat. Pourquoi pensez-vous que ce risque augmente avec les fréquences respiratoires élevées?
   –> Quand la FR augmente, la pause de fin d’expiration diminue

Question 86

Comparaison des systèmes réinhalatoires et non réinhalatoires

Answer 86

NON RÉINHALATOIRES
1. DGF = Haut
2. Chaleur et humidité = Froid et sec
3. Changement de la profondeur d’anesthésie = Rapide
4. Réinhalation = Normalement non
5. Résistance = Basse
6. Coût = Haut (par rapport au débit d’O2); Bas (par rapport au prix du système)

RÉINHALATOIRES
1. DGF = Bas
2. Chaleur et humidité = Chaud et humide
3. Changement de la profondeur d’anesthésie = Plus lent
4. Réinhalation = Oui
5. Résistance = Plus élevée
6. Coût = Bas (par rapport au débit d’O2); Haut (par rapport au prix d’achat)

Question 87

Circuit respiratoire circulaire adapté pour patients de < 1kg

Answer 87

1. Système « To and Fro » (water)
2. Volumineux et lourd
3. Risque de surchauffage
4. Risque d’inspiration de poussière de chaux
5. Risque d’accumulation de CO2 après le développement d’un espace mort
6. L’efficacité du bac à chaux en position horizontale suscite des doute

Question 88

Risques associés aux systèmes respiratoires - Réinhalation du CO2

Answer 88

1. Circulaire
   –> Chaux sodée épuisée
   –> Valve unidirectionnelle fautive
2. Bain
   –> DGF inadéquat
3. Quelle est la conséquence pour le patient?
   –> Cause hypercapnie = augmentation de la concentration de CO2 qui mène à l’acidose

Question 89

Est-ce qu’il y a une réinhalation?

Answer 89

Oui!!

Question 90

Comment la réinhalation a-t-elle pu être corrigée?

Answer 90

1. Augmentation du DGF dans un système Bain
2. Changement de la chaux sodée ou réparation de la valve expiratoire dans un système circulaire

Question 91

Taux de mortalité

Answer 91

Question 92

Taux de morbidité

Answer 92

1. Hypoventilation
2. Hypotension
3. Bradycardie
4. Hypoxie
5. Hypothermie

*Chez les humains, SpO2 et capnographie évitent 93% des accidents

Question 93

Bases de la surveillance anesthésique

Answer 93

1. Base de la surveillance anesthésique = examen physique
   –> Évaluation tactile, visuelle et auditive du patient
2. Un appareil de surveillance = permet un suivi plus précis

Question 94

Objectifs principaux de l’anesthésie

Answer 94

1. Maintenir un APPORT EN O2 AUX CELLULES
2. Maintenir L’HOMÉOSTASE du corps = maintien des fonctions physiologiques dans la norme

Question 95

Maintien de l’apport en O2 aux cellules

Answer 95

L’apport en O2 dépend de:
1. La quantité d’O2 dans le sang (Hb et SpO2)
2. Du débit cardiaque (FC et VES)

Le but est que l’apport en O2 (DO2) est supérieure à la consommation en oxygène (VO2) = DO2 > VO2
1. DO2 = DC x CaO2
2. DC = FC x VES
3. CaO2 = (Hb x SaO2 x 1,34) + (PaO2 x 0,003)
–> Portion liée
–> Portion dissoute

Question 96

La consommation en O2 des cellules (VO2)

Answer 96

1. La VO2 est constant aux conditions physiologiques normales et au repos
2. Augmente avec:
   –> La fièvre et l’état inflammatoire (ex: sepsis, trauma, chirurgie)
   –> Augmentation du taux métabolique (ex: hyperthyroïdisme, drogues adrénergiques, hyperthermie, brûlures)
   –> Augmentation de l’activité musculaire (ex: exercice, frissonnement, épilepsie, agitation/anxiété/douleur, sevrage, ventilation/augmentation efforts respiratoires)

Question 97

Maintien de l’homéostase

Answer 97

1. Normotensif
2. Normoxémique
3. Normocapnique
4. Normotherme
5. Rythme cardiaque normal

CO2 = reflet des fonctions
–> Métabolique (production)
–> Cardiovasculaire (transport)
–> Respiratoire (élimination)

Question 98

En somme

Answer 98

1. Maintenir la fonction des organes aussi près de la physiologie que possible
2. Maintenir le plan d’anesthésie adéquat (pas trop léger ni profond) pour différents niveaux de stimulation chirurgicale
3. Assurer la sécurité du patient
4. Assurer la sécurité du personnel
5. Implications légales = rapport anesthésique exhaustif
6. Buts de l’anesthésie générale (AG) = narcose, analgésie, myorelaxation et l’amnésie (difficile à évaluer chez les animaux)

Question 99

Qui doit faire le suivi?

Answer 99

1. ACVAA exige d’avoir quelqu’un en tout temps
   –> Le monitoring commence avant la sédation
   –> Idéalement: par un(e) vétérinaire ou un(e) technicien(ne) en CONTINU; sinon aux 5 minutes
2. Cas à risque (ASA > ou = 3) = 1 personne dédiée exclusivement au patient

Question 100

Les systèmes surveillés

Answer 100

1. Système nerveux central
2. Système cardiovasculaire
3. Système respiratoire
4. Température
5. Fonction neuromusculaire
6. Fonction rénale

Question 101

Système nerveux central

Answer 101

1. Drogues utilisées = dépression système nerveux central à un degré plus ou moins marqué

ÉVALUATION DES RÉFLEXES
1. Réflexes palpébraux
–> 2 yeux si possible
–> Réfractaire si surstimulé
–> Peut être affecté par des irritants (poil, sang, scrub chirurgical)
2. Réflexe cornéen (surtout chevaux et ruminants)
–> Présent dans plan profond/chirurgicaux
–> Peut persister chez le cheval
–> Toucher fréquemment cornée (avec production de larmes diminuée) = risque de dommage
3. Gag reflex
–> Réflexe laryngé et pharyngé peuvent persistés jusqu’à plan profond (chat, cochon +++)
4. Réflexe de retrait
5. Réflexe périnéal (tonus anal)
6. Réflexe de redressement (righting reflex)
–> Beaucoup utilisé pour les espèces exotiques
7. Mouvements spontanés

Question 102

SNC - Postion des globes / mouvements / larmoiement

Answer 102

1. Oeil central, puis ventromédial lorsque l’anesthésie approfondie
2. Reviens central lorsque le plan d’anesthésie est plus profond (pupille dilatée)
3. Moins fiable chez les chevaux
4. Grands animaux = présence de nygstamus (passage au stade II de l’AG) et larmoiement = léger

Question 103

SNC - Tonus de mâchoire et tonus musculaire

Answer 103

1. Augmenté si léger

Question 104

SNC - Activité système nerveux autonome

Answer 104

1. Animal léger = stimulation = relâche catécholamines
2. Augmentation FC et PA (petits animaux et ruminants)
3. Augmentation PA + (chevaux)
4. Moniteur ANI (« Analgesia nociception index »)

Question 105

SNC - Électroencéphalographie (EEG) et Bispectral Index (BIS)

Answer 105

1. Activités électriques des aires corticales
2. Ondes complexes de l’EEG = Transformation Fourier en ces composantes
3. Différentes fréquences = delta (<4 Hz), thêta (4-8 Hz), alpha (9-13 Hz), beta (>13 Hz)

Question 106

Niveau d’anesthésie

Answer 106

1. Niveau 1 = sédation profonde ou hypnose
2. Niveau 2 = délirium ou excitation (parfois observés pendant l’induction ou le réveil de l’anesthésie)
3. Niveau 3 = relaxation musculaire
   –> Plan 1 = respiration rythmique, rotation ventrale des yeux, réflexes palpébraux présents
   –> Plan 2 = plan d’anesthésie chirurgicale, perte des réflexes de protection, rotation ventrale des yeux
   –> Plan 3 = progression vers paralysie des mm intercostaux
   –> Plan 4 = Paralysie des mm intercostaux; niveau profond d’anesthésie et rotation centrale des yeux
4. Niveau 4 = arrêt respiratoire puis arrêt cardiaque

Question 107

Surveillance du système cardiovasculaire

Answer 107

DÉBIT CARDIAQUE
1. L’évaluation de l’état d’hydratation /volume intravasculaire demeure un défi. En conséquence, une variété d’éléments observés à l’examen physique sont utilisés:
–> Changements de poids si connu
–> Hydratation des muqueuses
–> TRC
–> Tachycardie
–> Hypotension
–> Production urinaire
–> Persistance du pli cutané
–> Position des globes dans leurs orbites
–> Qualité du pouls, remplissage jugulaire
–> État mental
–> Présence hypothermie/extrémités froides

ET À L’EXAMEN SANGUIN
1. Hématocrite/solides totaux
2. BUN, créatinine
3. Lactate (>2-2,5 mmol/L (chien); >1,6-1,7 mmol/L (chat))
–> Hypoperfusion tissulaire, on passe au mécanisme anaérobique donc lactate augmente
4. Osmolalité
5. Taux électrolytes

Question 108

Méthodes pour mesurer le DC

Answer 108

1. La mesure précise du volume/flot sanguin est bénéfique pour statuer sur le volume intravasculaire = DÉBIT CARDIAQUE
2. Non invasive
3. Invasive

Question 109

Fréquence cardiaque et rythme

Answer 109

1. Électrocardiogramme (ECG) = caractérisation précise de la nature des dysrythmies
2. Comprend des électrodes (pinces alligators, aussi forme de spatules et boutons-pression) et un oscilloscope permettant une visualisation tracé
3. Sonde oesophagienne peut aussi être utilisée
4. Outil indispensable lors de RCR (déterminer type de dysrythmie est présent; FV = défibrillateur électrique, sinon la situation a peu de chances d’être corrigée)

Question 110

Pièges de l’ECG

Answer 110

1. ECG ne reflète que l’activité ÉLECTRIQUE cardiaque
2. Artéfacts = mouvements, appareils électriques notamment diathermie (électrocautère)
3. Calcul érroné de la FC (souvent lorsque l’amplitude des ondes T est importante = considérée comme un complexe QRS (FC doublée))

Question 111

Einthoven’s triangle

Answer 111

Blanc = MT droit
Noir = MT gauche
Rouge = MP droit

« White is right, smoke over fire »

Question 112

Étapes d’analyse du tracé de l’ECG

Answer 112

1. FC: auriculaire et ventriculaire
2. Rythme: régulièrement irrégulier?, irrégulièrement irrégulier?
3. Ondes P: toutes semblables?, morphologie?
4. QRS: tous semblables? morphologie?
5. Relation P-QRS: un P pour chaque QRS et vice-versa
6. Onde T et segment ST
7. Nommer l’arythmie

Question 113

La bradycardie sinusale

Answer 113

1. Augmentation de l’activité du SN parasympathique (ex: tonus vagal élevé (maladie GI, respiratoire, etc.))
2. Hypothyroïdisme
3. Augmentation de la pression intracrânienne (PIC)
4. Hypothermie
5. Pharmacologique (opioïdes, beta bloquant, digoxine, bloqueur canaux calcique)
6. Moins commun = pathologie noeud sinusal
7. FC = basse et régulière, relation régulière P-QRS

Question 114

La tachycardie sinusale

Answer 114

1. Causes typiques = hypotension, plan d’anesthésie superficiel, douleur, sepsis, fièvre, faible DC (origine systémique)
2. Origine pharmacologique (catécholamines, dopamine)
3. Peut être relié à une maladie cardiaque si une insuffisance cardiaque congestive est présente (à cause du faible DC et l’activation du système sympathique)
4. Hypercapnie / hypoxémie / hormones ou neurotransmetteurs relâchés, anémie

Question 115

Le block atrio-ventriculaire du 1er degré (BAV1)

Answer 115

1. Augmentation de l’interval PR (>0,13s pour le chien; >0,09s pour le chat)
2. Tonus vagal élevé: parfois normal chez le chien ou associé à une maladie GI, SNC, respiratoire
3. Signes précurseur possible fibrose noeud AV
4. Généralement asymptomatique (pas de traitement)

Question 116

BAV2 Mobitz type I (Weckenback)

Answer 116

1. Augmentation graduelle de l’intervalle PR avant le bloc complet
2. Peut être associée au tonus vagal élevé, alpha2 agonistes
3. Plus souvent bénin

Question 117

BAV2 Mobitz type II

Answer 117

1. L’intervalle PR est constant parfois absence de complexes QRS après l’onde P
2. Potentiel plus fort d’une maladie du noeud AV
3. Ratio P:QRS important

Question 118

BAV3

Answer 118

1. Dissociation complète des ondes P et QRS
2. L’intervalle PR est variable
3. Plus d’ondes P que de complexes QRS
4. FC (ventriculaire) usuellement < 60 bpm + morphologie QRS souvent anormale
5. Traitement = Pacemaker

Question 119

L’hyperkaliémie

Answer 119

1. Onde T en « tente »
2. Raccourcissement de l’intervalle QT
3. Prolongation PR
4. Élargissement QRS
5. Onde T et QRS peuvent se rejoindre
6. Fibrillation ventriculaire potentielle (relativement relié à de la bradycardie, mais peut évoluer à FV)

Question 120

Contractions ventriculaires prématurées (CVP)

Answer 120

1. Battement unique ou en pairs, triplet ou « runs »
   –> Runs de CVP = tachycardie ventriculaire
2. Causes cardiaques
   –> Inflammatoire, structurelle, toxique, infiltrative, ischémique, trauma
   –> Cardiomyopathie arrythmogénique du Boxer, cardiomyopathie dilatée, idiopathique
3. Causes non-cardiaques
   –> Électrolytes, maladie systémique (pyomètre, torsion, insuffisance rénale)
   –> Néoplasme (particulièrement rate)
   –> Drogues (halothane, dobutamine, etc.)

Question 121

Tachycardie ventriculaire

Answer 121

1. Runs de CVP

Question 122

Fibrillation ventriculaire

Answer 122

1. Onde/oscillation rapide, chaotique et irrégulière, plus ou moins fine

Question 123

Auscultation et palpation du pouls

Answer 123

1. Auscultation = stéthoscope classique ou oesophagien = FC et rythme cardiaque
2. Palpation du pouls = fréquence, rythme et qualité/caractère
   –> Pression de pouls = différence de pression artérielle systolique (PAS) et diastolique (PAD)
   –>Pression moyenne = estimation par facilité d’occlusion digitale (degré remplissage et turgidité)
   –> Caractère = bondissant (ex: large différence entre la PAS et la PAD), faible

Question 124

Sites de palpation du pouls

Answer 124

1. Artère fémorale (central) = tous les animaux
2. Artère brachiale (central) = plutôt chez les oiseaux et les GA
3. Artère linguale (périphérique) = chiens
4. Artère palatine (périphérique) = cheval
5. Artère faciale transverse (périphérique) = cheval
6. Artères faciale mandibulaire et mandibulaire (périphérique) = cheval, ruminants, cochon
7. Branches de l’artère auriculaire caudale (périphérique) = tous les animaux
8. Artère pédale dorsale et métacarpienne palmaire (périphérique) = chiens et chats
9. Artère métatarsienne dorsale/latérale (périphérique) = cheval
10. Artères sacrale médiane et coccygienne (périphérique) = cheval et vaches

Question 125

Mesure de la pression artérielle (PA)

Answer 125

1. PA = DC x RVS
   –> Débit cardiaque
   –> Résistance vasculaire systémique
2. **PA = FC X VES X RVS
   –> Fréquence cardiaque
   –> Volume d’éjection systolique
   –> Résistance vasculaire systémique
3. PAM = (PAS - PAD)/3 + PAD
4. Valeurs usuelles
   –> PAS = 100-160 mm Hg
   –> PAM = 80-120 mm Hg
   –> PAD = 60-100 mm Hg
5. Tous les cas (patient conscient ou non), PAM devrait être > 60-70 mm Hg afin d’assurer une perfusion adéquate des organes vitaux (PAM > 70 mm Hg ne garantit pas perfusion adéquate)

Question 126

Influence de la fréquence cardiaque sur la PA

Answer 126

1. PA = FC x VES x RVS
2. Bradycardie (<100 chats, >50-60 gros chien, <80 petit chien, <25 chevaux, <40 vaches)
   –> Hypothyroïdie
   –> Hypothermie
   –> Hyperkaliémie (hypoadrénocorticisme, blocage urinaire, DM, uropéritoine)
   –> Désordres pH
   –> Tonus vagal élevé (brachycéphales, anomalies GI, chirurgie oculaire, anomalie respiratoire)
3. Pharmacologiques
   –> Opioïdes
   –> Alpha2 agonistes
   –> Béta bloquants
   –> etc.

Question 127

Influence du volume d’éjection systolique sur la PA

Answer 127

1. PA = FC x VES x RVS
2. Séquestration
3. Oedème
4. Diminution du retour veineux
   –> IPPV
   –> GDV
   –> Déshydratation/hypovolémie
   –> Hémorragies
   –> etc.
5. Choc obstructif
   –> Tamponnade cardiaque
   –> Péricardite constrictive
   –> Sténose aortique
6. Choc cardiogénique
   –> Infractus
   –> Ventricular outflow obstruction
7. Arythmies
   –> BAV
   –> SSS (Sick sinus syndrome)
   –> Atrial standstill
   –> TV
   –> FA

Question 128

Influence de la résistance vasculaire systémique sur la PA

Answer 128

1. PA = FC x VES x RVS
2. Choc distributif
   –> Sepsis
   –> Choc endocrinien
   –> Choc anaphylactique

Question 129

Mesure de la PA

Answer 129

1. Méthodes indirectes
   –> Doppler
   –> Oscillométrie
2. Méthodes directes
   –> Méthode invasive

Question 130

Doppler / sphygmomanomètre

Answer 130

1. Modification de la fréquence des vibrations sonores ou des rayonnements électromagnétiques perçus pas l’observateur (celui-ci est la source du signal = en mouvement relatif)
2. Détecteur de flux sanguin
3. Principe = brassard gonflé jusqu’à une pression > PAS
4. Largeur brassard environ 40% diamètre patte (30% chat)
   –> Trop ÉTROIT = SURESTIME PA
   –> Trop LARGE = SOUS-ESTIME PA
5. Fiabilité?
   –> Peu de données disponibles
   –> Plus le patient est petit plus c’est difficile pour la machine
   –> Hyper-/hypotension = affecte fiabilité
   –> Arythmie/bradycardie = mesure pas fiable

Question 131

Interprétation du Doppler chien vs chat

Answer 131

1. PAS indirecte = corrélation raisonnable avec la PAS directe (cathéter artériel) chez le chien et le chat
2. Néanmoins, chez le chat, Doppler tendait à sous-estimer la PAS directe (certaines études rapportent une sous-estimation de 10-14 mm Hg) = ressemble plutôt à PAM

Question 132

Oscillométrie

Answer 132

1. Mesure les oscillations de pression dans un brassard
2. Variation d’amplitude des oscillations permet de déterminer la PAS, PAM et la PAD
3. Limite de taille = généralement peu fiables chez les animaux de petite taille (moins fiable chez le chat vs doppler)
4. Mesures intermittentes = méthode pas assez rapide pour détecter de brusques changements de pression

Question 133

Mesure directe de la PA

Answer 133

1. Méthode invasive & « gold standard » pour mesurer la PA
   –> Artère pédale dorsale
   –> Artère coccygienne
   –> Artère radiale
   –> Artère faciale
   –> Auriculaire
2. Plus dispendieux
3. Risques associés = thrombose, ischémie, infection
4. Plus complexe (temps et matériel à installer
5. Intéressant pour de longue chirurgie ou en cas d’instabilité cardiorespiratoire (ASA > III)
6. Double ou triple pouls = indice du tonus vasculaire
   –> libération durant diastole d’énergie emmagasinée durant systole; parois élastiques des artères
7. Effet de la ventilation à pression positive intermittente
   —> Avec hypovolémie = oscillations de la courbe de pression = s’aplatit à l’inspiration lorsque la pression intrathoracique augmente = diminution du DC à cause d’une diminution du retour veineux

Question 134

Pièges de la mesure de la PA

Answer 134

Dans tous les cas (invasive ou non-invasive):
1. Transducteur au bon niveaux si changement de hauteur du patient (coeur)
–> SURESTIMATION de PA si plus BAS
–> SOUS-ESTIMATION de PA si plus HAUT
2. 10 cm différence de hauteur = environ 7,5 mm Hg différence de pression

Question 135

Surveillance du système respiratoire

Answer 135

1. Fréquence respiratoire
2. Rythme respiratoire
3. Volume tidal / amplitude de chaque respiration
4. Couleur des muqueuses
5. Oxymétrie de pouls
6. Capnographie

Question 136

La FR

Answer 136

Valeurs usuelles
1. Chiens = 15-30 rpm
2. Chats = 20-30 rpm
3. Chevaux = 10-20 rpm
4. Vaches = 10-40 rpm

5. Ventilation minute = FR x volume tidal (ou courant)
   –> Aussi appelé volume respiratoire minute
6. Volume tidal = volume d’air déplacé durant l’inhalation et l’expiration, sans effort supplémentaire appliqué = 10-20 ml/kg (ou 6-15 ml/kg)
7. Rythme respiratoire
8. Amplitude

Question 137

Couleur des muqueuses

Answer 137

1. Blanchâtre = anémie ou vasoconstriction intense des tissus
2. Jaune = associé à l’ictère (attention au cheval au jeûne)
3. Grise/mauve/cyanotique = mauvais apport en oxygène tissulaire (ex: mauvais DC) ou rencontre insuffisante des besoins en oxygène
4. Bleu marine = associé à l’administration d’oxyde nitreux
5. Rouge cerise = empoisonnement par monoxyde de carbone (carboxyhémoglobine)
6. Brunâtre = associé à méthémoglobine
   –> lien hème du fer est oxydé
   –> empoisonnement au nitrite (GA), paracetamol (chat), dose excessive de prilocaïne)
7. Rouge brique/brune/cyanosé = endotoxémie

Question 138

L’oxymétrie de pouls

Answer 138

1. Spectrophotométrie = spectre d’absorption lumineux d’oxyHb = diffère de celui de désoxyHb
2. Photoplethysmographie = composante pulsatile du flux sanguin (normalement uniquement artérielle) = distinction des composantes non pulsatiles (veineuses et tissulaires normalement) par la variation cyclique du volume vasculaire artériel
3. Saturation = (HbO2 / ( HbO2 + Hb))
4. Utilisation d’une sonde en forme de pinces (courante) ou linéaire (avantageux pour une cavité (ex: rectale, oesophagienne et en cas de structures épaisses, ex: face ventrale de queue))
5. Langue (site le plus commun), lèvre, oreille, doigt, espace interdigital, griffe, prépuce, vulve, métacarpe, métatarse, queue, tétine, septum nasal

Question 139

Les pièges associés à l’oxymètre de pouls

Answer 139

De nombreux facteurs influencent la lecture:
1. Vasoconstriction/tissus minces
2. Bradycardie/arythmies
3. Hémoglobine anormale
–> CarboxyHb = SURESTIME
–> MéthéHb = SOUS-ESTIME
–> Pathologique chez les mammifères, normalement élevée chez les reptiles (tend vers 85%)
4. Lumière ambiante
5. Mouvements/tremblements
6. Pigmentation muqueuse (bilirubine peu interférence, anémie)
7. Basse SpO2
8. Pouls inadéquat (veineux ou arythmie) ou pas de pouls

Toujours vérifier si la lecture fait du sens!!

Question 140

Avantages et désavantes de l’oxymètre

Answer 140

Avantages:
1. Non-invasif
2. Installation rapide et facile
3. Suivi continu
4. Signal sonore
–> Amplification du signal = vérifier l’indice de qualité, sinon pas fiable
5. Marge d’erreur de 5% pour une saturation entre 70 et 100%

Désavantages:
1. Alerte tardive
2. Interférences sur les lectures
3. SpO2 normale avec hypoxie possible

*En cas de doute, faire un GAZ SANGUIN

Question 141

Les termes associés à la capnographie

Answer 141

1. Capnographe = appareil qui mesure le CO2 dans les gaz respiratoires et affiche le capnogramme
2. Capnogramme = mesure graphique en temps réel de la concentration de CO2 (en phase inspiratoire et expiratoire)
3. Capnographie = enregistrement affichage du capnogramme
4. Capnomètre = appareil qui mesure et affiche le CO2 expiré seulement

Question 142

La capnographie

Answer 142

1. PETCO2 ou PFECO2 mesurée par la capnométrie = reflet de la PACO2
   –> ET = end tidal
   –> FE = fin d’expiration
2. Formes principales de transport de CO2 dans le sang
   –> CO2 dissous = 10% du CO2 sanguin
   –> HCO3- = la majeure partie du CO2 sanguin
   –> Carbaminohémoglobine (et autres protéines) = CO2 lié à l’Hb
3. CO2 = reflet des fonctions
   –> Métabolique (production)
   –> Cardiovasculaire (transport)
   –> Respiratoire (élimination)

Question 143

Différentes techniques de mesure de la capnographie

Answer 143

1. Spectrométrie de masse
   –> relativement encombrants, longs à démarrer et chers
2. Spectroscopie IR
   –> technologie la plus employée en med. vet.
   –> absorption de la lumière IR
   –> longueur d’onde 4,3 um
3. Spectroscopie de Raman
4. Photoacoustic gas measurement
5. Colorimétrique
6. Réfractométrie

Question 144

Sidestream

Answer 144

1. Tubulure pour l’échantillonnage en continu (150-300 ml/min)
2. Tubulure entraîne inconvénients comme l’obstruction par condensation, l’occlusion par écrasement
3. Délai dans la réponse
4. Peuvent donner information sur la concentration inspiratoire et expiratoire de l’agent volatil utilisé

Question 145

Mainstream

Answer 145

1. Peut être plus encombrant
2. Unité de mesure peut être plus facilement souillée
   –> sécrétions respiratoires, sang, régurgitation
3. Risque d’extubation
4. Augmente l’espace mort = pas idéal dans le cas d’un petit patient
5. Suivi direct et en continu

Question 146

Analyse d’une courbe capnographique

Answer 146

Question 147

What’s wrong with it?

Answer 147

1. Hyperventilation
2. Augmentation de l’espace mort alvéolaire

Question 148

What’s wrong with it?

Answer 148

1. Hypoventilation

Question 149

What’s wrong with it?

Answer 149

1. Respiration spontanée contre le ventilateur

Question 150

What’s wrong with it?

Answer 150

1. Oscillations cardiaques

Question 151

What’s wrong with it?

Answer 151

1. Obstruction partielle du flux gazeux expiré

Question 152

What’s wrong with it?

Answer 152

1. Réinspiration de CO2
   –> Absorbeur de CO2 usé
   –> Défaut de valve unidirectionnelle dans un système circulaire
   –> Déconnexion du tube interne dans une configuration coaxiale
   –> Débit d’O2 insuffisant dans un système semi-ouvert (BAIN)

Question 153

What’s wrong with it?

Answer 153

1. Défaut de la valve unidirectionnelle inspiratoire
2. Occlusion partielle du tube interne (inspiratoire) dans une configuration coaxiale

Question 154

What’s wrong with it?

Answer 154

1. Fuite importante A
2. Fuite faible B

Question 155

What’s wrong with it?

Answer 155

1. Obstruction complète du tube ET
2. Déconnexion de l’appareil anesthésique
3. Tube ET dans l’oesophage

Question 156

What’s wrong with it?

Answer 156

1. Hypotension
2. Arrêt circulatoire
3. Embolie pulmonaire d’air, thrombus ou moelle osseuse

Question 157

What’s wrong with it?

Answer 157

1. Curare cleft
   –> Patient en récupération à la suite d’un bloc neuromusculaire

Question 158

What’s wrong with it?

Answer 158

1. Dos de chameau
   –> Peut représenter une intubation endobronchique

Question 159

Le gaz artériel

Answer 159

1. GOLD STANDARD pour l’évaluation de l’oxygénation sanguine
2. Les échanges gazeux aux poumons, la ventilation, la perfusion pulmonaire (fonction cardiovasculaire) sont tous impliqués

Question 160

Surveillance neuromusculaire (NM)

Answer 160

1. Pas suivi la plupart du temps
2. Stimulateur nerveux périphérique
   –> Évalue la fonction de la JONCTION NM (activation du nerf moteur) avec blocNM (ex: rocuronium) = TOF
   –> Évaluation lors d’anomalies = certains débalancements électrolytiques (hypokaliémie marquée) ou twitchs musculaires /crises épileptiformes

Question 161

Surveillance de la température

Answer 161

1. Température interne réelle «core» = mesure dans l’artère pulmonaire en fin de pause expiratoire
2. Estimée adéquatement par température oesophagienne (lecture en continu)
3. Température rectale = substitut acceptable, malgré qu’il s’agisse d’une lecture ponctuelle et qui peut être erronée (biais avec température interne, notamment si fèces; limitations)
   –> Cependant, elle est peu invasive
4. Le plus grand risque est l’HYPOTHERMIE
   –> Anesthésie générale = dépression hypothalamus (thermostat central) = diminue l’habileté à se thermoréguler = hypothermie complication très fréquente
   –> En plus, les procédures nécessitent souvent un rasage extensif, une quantité copieuse d’agents de scrub, une cavité ouverte, etc.
   –> PROLONGE LE RÉVEIL et plus de résistance aux anticholinergiques
5. HYPERTHERMIE peut aussi être un problème
   –> Hyperthermie maligne (ex: cochon)
   –> Associé à certains opioïdes (ex: hydromorphone chez le chat)

Question 162

Surveillance du système rénal

Answer 162

PRODUCTION URINAIRE ET DENSITÉ URINAIRE
1. Par cathéter urinaire
2. Diminution lorsque PA basse = diminution perfusion rénale = diminution filtration glomérulaire = diminution production urinaire
3. La production urinaire et la densité urinaire sont des indicateurs INDIRECTS pour:
–> Volume fluide extracellulaire
–> DC
–> Perfusion périphérique
–> Peu fiable pendant l’anesthésie
–> Débit normal 1-4 ml/kg/h (généralement 1-1,5 voire 2 ml/kg/h)

Question 163

Accident vs incident vs complication

Answer 163

1. Incident = événement indésirable, mais sans conséquence pour l’animal
2. Accident = événement inattendu qui s’accompagne de répercussions néfastes et parfois fatales pour l’animal
   –> Résultat d’une succession de facteurs (erreurs, environnement, etc.)
3. Complication = événement qui vient entraver le bon déroulement de la procédure anesthésique (circonstances capables de créer ou d’augmenter des difficultés)
   –> Taux de complication très variable selon les études
   –> Taux de morbidité connu chez les espèces

Question 164

Taux de complications variable

Answer 164

L’anesthésiste doit être préparé pour gérer tous les types de complications, mais aussi avoir un plan pour les prévenir! (5H + 1B)!

1. Hypoventilation
2. Hypoxémie
3. Hypovolémie
4. Hypotension
5. Hypothermie
6. Bradycardie

Question 165

Gestion des complications

Answer 165

1. Ronde Morbidité/Mortalité (M&M)
2. Checklist
3. Surveiller les erreurs (formulaires des événements indésirables) et les protocoles en place
4. Réponse administrative
5. Mesures effectives pour la prévention
6. Machines et équipements = révision et vérification du fonctionnement de façon périodique
7. Bonne communication !

Question 166

Planification de l’anesthésie

Answer 166

1. Planification de l’anesthésie: Préparer = Prévoir
2. Les traitements des complications de l’anesthésie visent à corriger les altérations d’homéostase qui sont produites par:
   –> Les médicaments
   –> Les maladies
   –> La procédure chirurgicale

Question 167

Complications communes

Answer 167

1. Anesthésie superficielle et réveil prématuré
2. Réveil agité
3. Réveil prolongé
4. Douleur
5. BRADYCARDIE
6. HYPOTENSION
7. ARYTHMIES
8. Hypoventilation/apnée
9. Hypoxémie
10. Obstruction des voies aériennese
11. HYPOTHERMIE ET HYPERTHERMIE

Question 168

1. Anesthésie superficielle et réveil prématuré

Answer 168

1. Normalement accompagné de signes précurseurs
   –> Tachycardie, tachypnée, hypertension, changement du niveau/profondeur d’anesthésie (réflexes)
2. Traitement: analgésie vs anesthésie
   –> Question: Est-ce que nous avons besoin d’une plus grande analgésie ou d’approfondir l’anesthésie?
   –> Tenir en compte la dernière dose d’analgésique
   –> Est-ce que le bloc local a fonctionné (ex: anesthésie épidurale)
3. Traitement
   –> 1/4 à 1/3 de la dose initiale d’anesthésique (ex: propofol) - réveil prématuré (ex: mouvement, pas le temps d’attendre)
   –> Augmentation de la concentration d’isoflurane 1% à 1,5% - anesthésie superficielle (ex: réflexe palpébral présent, temps pour approfondir l’anesthésie)

*IL FAUT TOUJOURS AVOIR UNE DOSE EXTRA D’ANESTHÉSIE INJECTABLE!!! (EX: PROPOFOL, KÉTAMINE)

Question 169

Réveil agité: Causes et traitements

Answer 169

1. Douleur
   –> Traitement = administration d’un analgésique
   –> Ex: bolus d’hydromorphone
2. Comportement de l’animal/anxiété/race
   –> Traitement = administration d’un sédatif
   –> Ex: acépromazine, dexmédétomidine ou propofol (si le délirium est incontrôlable)
3. Surdose d’opioïdes (dysphorie) ou de kétamine
   –> Traitement = administration d’un sédatif ou de naloxone (l’analgésie sera aussi antagonisée)

Question 170

Réveil prolongé

Answer 170

Causes importantes:
1. Surdosage anesthésique
2. Longue chirurgie
3. Hypothermie
4. Maladie hépatique ou rénale
5. Traitement = améliorer la perfusion et l’oxygénation, réchauffer le patient, administrer un antagoniste, etc.

Question 171

Complications cardiovasculaires

Answer 171

Principales complications cardiovasculaires
1. Bradycardie
2. Hypotension
3. Arythmies

Question 172

Bradycardies sinusales: Causes fréquentes

Answer 172

1. Anesthésie trop profonde
   –> Importance de la surveillance de l’anesthésie
2. Stimulation vagale = FRÉQUENT!!!
   –> Ex: maladie/chirurgie ophtalmique/GI, administration des opioïdes, brachycéphales
3. Hypothermie
   –> Le patient ne répond pas bien à l’administration des anticholinergiques
4. Médicaments qui produisent la bradycardie
   –> Ex: alpha2 agonistes, fentanyl, antagonistes des récepteurs beta adrénergiques, etc.
5. Hyperkaliémie
   –> Ex: obstruction du tractus urinaire, rupture vésicale
6. Hypertension
   –> Ex: bradycardie réflexe, réflexe de Cushing

Question 173

Réflexe de Cushing

Answer 173

1. Observé lors d’augmentation de la pression intracrânienne produit par un trauma, une lésion intracrânienne (ex: tumeur)
2. Pression de perfusion cérébrale (PPC) = pression artérielle moyenne (PAM) - pression intracrânienne (PIC)
   –> PPC = PAM - PIC
3. Augmentation de la PAM est nécessaire pour maintenir la PPC lorsque la PIC est augmentée
   –> Résultat = bradycardie réflexe + respiration de type Cheyne-Stokes parfois associée.

Question 174

Hypotension

Answer 174

1. Réduction de la PA
   –> PAS < et = 80-90 mm Hg
   –> PAM < et = 60-70 mm Hg
2. Signes cliniques:
   –> Pouls faible
   –> Temps de remplissage capillaire augmenté
   –> Tachycardie compensatrice
   –> Diminution du saignement sur le site opératoire (subjectif)
3. PA = DC x RVS
4. DC = FC x VES
5. PA = FC x VES x RVS

TOUJOURS SURVEILLER LA PRESSION PENDANT L’ANESTHÉSIE
ATTENTION: L’HYPOTENSION EST LIÉE À L’AUGMENTATION DE LA MORBIDITÉ/MORTALITÉ CHEZ LE CHEVAL (EX: MYOPATHIES)

Question 175

Hypotension: Principales causes

Answer 175

1. Réduction du DC
   –> Réduction de la contractilité cardiaque
   –> Hypovolémie
   –> Bradycardie
2. Vasodilatation périphérique (réduction de la RVS)
   –> Ex: produit par les anesthésiques volatils, l’acépromazine, le propofol, le thiopental, l’alfaxalone, etc.
   –> Sepsis
   –> Surdose en anesthésiques
3. Malformations ou maladies cardiaques
   –> Arythmies, cardiomyopathies, insuffisances cardiaques congestives, effusions péricardiques
4. Diminution du volume circulant
   –> Hémorragie, déshydratation, hypovolémie
5. Diminution du retour veineux = compression veine cave
   –> Ventilation artificielle
   –> Torsion
   –> Chirurgien

Question 176

Hypotension: Principes de traitement

Answer 176

1. Traiter la cause sous-jacente
2. Le traitement de l’hypotension ne consiste pas toujours à administrer de la fluidothérapie!!!
   –> Tenez en compte la FC et la PA!
3. Toujours vérifier la profondeur de l’anesthésie en premier et la diminuer si possible

Question 177

Hypotension: Traitements communs

Answer 177

1. Les anticholinergiques seront administrés si l’hypotension est causée par la bradycardie
   –> Sauf si contre-indiqué..
2. Déshydratation, hypovolémie et/ou hémorragie:
   2.1 Parfois, il y a une tachycardie compensatoire
   –> Ex: FC = 160 bpm, PAM = 60 mm Hg
   2.2 Administration de bolus de fluidothéraphie:
   –> 5-10 ml/kg des cristalloïdes pendant 15-20 minutes ou 3-4 ml/kg des colloïdes
   –> Sauf si contre-indiqué..

Question 178

Hypotension: Autres traitements

Answer 178

1. Quand?
   –> Fréquence cardiaque normale et normovolémie
   –> Fluidothérapie ne fonctionne pas
2. Réduction de la contractilité cardiaque
   –> Traitement avec les agents inotropes positifs
   ——> Ex: perfusion de dobutamine (beta adrénergique)
3. Vasodilation périphérique
   –> Traitement avec les agents vasopresseurs
   ——> Ex: éphédrine, perfusion de dopamine/noradrénaline (effet alpha adrénergique)

Question 179

Arythmies communes

Answer 179

Est-ce que l’arythmie produit un effet important sur la fonction cardiovasculaire?
1. Extrasystoles ventriculaires
2. Blocs atrio-ventriculaires
3. Arrêt cardio-respiratoire

Question 180

Complications respiratoires

Answer 180

1. Hypoventilation et apnée
2. Hypoxémie
3. Obstruction des voies aériennes

Question 181

Rappel sur la physiologie respiratoire

Answer 181

1. VM = FR x volume courant
2. Espace mort physiologique = espace mort anatomique (voies aériennes supérieures, trachée, bronches et bronchioles) + espace mort alvéolaire (alvéoles ventilées non perfusées ou alvéoles perfusées non ventilées)

Question 182

Hypoventilation

Answer 182

1. Diminution de la ventilation alvéolaire et du volume minute (VM) de l’animal
2. L’hypoventilation et l’apnée sont très fréquentes lors d’une anesthésie à cause des médicaments anesthésiques et du décubitus

Question 183

Hypoventilation: Causes principales

Answer 183

1. Effets des anesthésiques et des analgésiques sur les centres respiratoires
   –> ex: isoflurane, propofol, opioïdes
2. Diminution de la capacité résiduelle fonctionnelle = volume de gaz présent dans les poumons à la fin de l’expiration normale
   –> ex: décubitus, gestation
3. Altération du gradient de ventilation/perfusion = ratio alvéoles ventilées/alvéoles perfusées
   –> ex: décubitus, distension abdominale, gestation, colique
   –> très commun chez les GA (CHEVAL ET BOVIN)

Question 184

Hypoventilation: Autres causes

Answer 184

1. Compression externe du thorax
2. Obstruction des voies aériennes
3. Altération de la barrière alvéolo-capillaire
   –> oedème pulmonaire
4. Hypothermie
5. Douleur
   –> ex: thoracotomie

Question 185

Hypoventilation: Conséquences

Answer 185

1. Hypoxémie
2. Augmentation de la PaCO2 (hypercapnie)
3. Stimulation sympathique et arythmies
4. Acidose respiratoire
   –> Changement de la fonction cellulaire
5. Narcose = hypercapnie sévère > ou = 90 mm Hg

Question 186

Hypoventilation: Traitements

Answer 186

1. INTUBATION, VENTILATION ARTIFICIELLE/ASSISTÉE DU PATIENT!
2. Administration de l’oxygène = effet limité
3. Réduction de la profondeur de l’anesthésie et des doses d’anesthésiques
4. Réchauffer le patient
5. Administration d’analgésie
6. Réduction de la pression abdominale

Question 187

Apnée

Answer 187

1. Normalement, les causes, les conséquences et les traitements sont similaires à l’hypoventilation
2. Intubation et ventilation = normalement requise
3. Anesthésiques produisent fréquemment de l’apnée
4. Situations exceptionnelles
   –> Valve d’évacuation «pop-off» fermée
   –> Administration d’un curare
   –> Arrêt cardiaque/atteinte du tronc cérébral

Question 188

Hypoxémie

Answer 188

1. Diminution de la «quantité» (pression partielle ou tension) d’oxygène contenue dans le sang (PaO2 < et = 60 mm Hg)
2. Hypoxie = diminution de la quantité de l’oxygène tissulaire
3. Oxygène est majoritairement liée à l’hémoglobine
   –> Ex: mesuré par la saturation de l’hémoglobine (SaO2; 98%), mais aussi sous forme dissoute (ex: mesuré par la PaO2; 2%)
   –> SpO2 = saturation de pouls = mesure indirecte de la SaO2
4. Contenu artériel en oxygène CaO2
   –> CaO2 = (1,34 x Hb x SaO2) + (0,003 x PaO2)
   –> Le rôle de l’Hb est crucial dans la délivrance de l’oxygène aux tissus
   –> Le rôle de l’oxygène de la PaO2 est moins importante
5. Courbe de dissociation de l’Hb
   –> SaO2 < et = 90% et la PaO2 < et = 60 mm Hg
   –> La détection de l’hypoxémie se fait à laide de l’oxymètre de pouls
   –> La désaturation et l’hypoxémie ne sont détectés que tardivement à l’examen physique = cyanose (PaO2 45 mm Hg)

Question 189

Hypoxémie: Causes

Answer 189

1. Baisse de la fraction inspirée en O2
2. Hypoventilation
3. Effet de shut intrapulmonaire (ex: atélectasie, shunt)
4. Trouble du gradient: ventilation/perfusion pulmonaire
5. Trouble de diffusion: barrière alvéolo-capillaire
   –> ex: oedème pulmonaire

Question 190

Hypoxémie: Traitements

Answer 190

1. Supplémentation en O2
2. Ventilation assistée/artificielle
3. Amélioration du DC et augmentation de la circulation pulmonaire (perfusion)
4. Corriger les atteintes pulmonaires
5. Transfusion en cas d’anémie sévère

Question 191

Obstruction des voies aériennes

Answer 191

1. Lorsque l’animal n’est pas intubé
   –> Ex: cheval après l’extubation et encore partiellement anesthésie, brachycéphales, collapse de trachée
2. Tumeur trachéale ou pharyngienne
3. Laryngospasme
   –> Ex: chat et lapin
4. Mauvais utilisation d’un tube endotrachéal

Question 192

Obstruction des voies aériennes: Prévention / Traitement

Answer 192

1. Retarder l’extubation
   –> Ex: Cheval et brachycéphale
2. Vérifier l’intégrité de la sonde endotrachéale
   –> Ex: présence de sécrétions, pliure, position, taille, etc.
3. Intubation si possible
4. Administration d’oxygène et parfois, dexaméthasone
5. Réinduction et réintubation = cas sévère

Question 193

Hypothermie: Causes

Answer 193

1. Conduction = transfert de chaleur entre la peau et la structure en contact avec elle
   –> Ex: table de chirurgie
2. Convection = transfert de chaleur entre 2 corps distants par l’intermédiaire d’un fluide vecteur
   –> Ex: air ambiant
3. Radiation = transfert de chaleur se fait par rayonnement électromagnétique
4. Évaporation = l’évaporation des fluides corporels est un processus consommateur de chaleur

Question 194

Hypothermie: Autres causes

Answer 194

1. Effet dépresseur des agents anesthésiques sur les centres des thermorégulation
2. Effet vasodilatateur de certaines médicaments
   –> Ex: acépromazine, isoflurane
3. La température ambiante (air conditionné)
4. Les rinçages chirurgicaux
5. Absence d’activité motrice génératrice de chaleur

Question 195

Hypothermie: Conséquences

Answer 195

1. Réduction de la CAM des anesthésiques volatils
2. Dépression du SNC, SCV, SR et métabolisme
3. Altération de la coagulation et de la fonction plaquettaire
4. Retard du réveil et frissons au réveil (augmentation de la consommation en oxygène, hypoglycémie)
5. Inconfort, augmentation de la morbidité et complications infectieuses
   –> Ex: plaie

Question 196

Hypothermie: Traitement

Answer 196

1. LA PRÉVENTION EST LE MEILLEUR TRAITEMENT
2. Réchauffement actif
   –> Tapis chauffant électrique
   –> Tapis à circulation d’eau chaude
   –> Convecteur d’air chaud
   –> Attention aux brûlures et à l’hyperthermie! Le réchauffement devrait être fait jusqu’à 37°C
3. Autres mesures
   –> Éviter les surfaces refroidissantes
   –> Limiter les rinçages chirurgicaux/froids
   –> Augmenter la température ambiante
   –> Réduire le temps de chirurgie

Question 197

Autres complications

Answer 197

Tous les types de complications peuvent arriver pendant l’anesthésie
1. HYPERTHERMIE
–> Ex: administration d’hydromorphone chez le chat
2. REFLUX GASTRO-OESOPHAGIEN (inaperçu, mais relativement commun) ET ASPIRATION
–> Prévalence de 15-18% chez le chien, brachycéphale
3. OEDÈME PULMONAIRE
–> Ex: surdose de fluidothérapie, réveil d’un cheval
4. HYPERVENTILATION
–> Ex: douleur, administration de doxapram, hypoxémie, hyperthermie, hypercapnie
5. TACHYCARDIE
–> Ex: anesthésie superficielle, douleur, administration d’anticholinergique
6. HYPOGLYCÉMIE
–> Ex: anesthésie pédiatrique, jeûne prolongé
7. ANÉMIE
–> Ex: saignement, parasitose, maladie
8. HYPOPROTÉINÉMIE
–> Maladie rénale ou GI (ex: colique ou insuffisance rénale)
9. FRACTURES, MYOPATHIES ET NEUROPATHIES
–> GA

Question 198

**Complications communes: Causes et conséquences

Answer 198

1. HYPOTHERMIE
   –> durée de l’anesthésie, perte de chaleur et administration de médicaments
2. DÉPRESSION RESPIRATOIRE
   –> hypoventilation, hypercapnie, niveau d’anesthésie profond
3. BRADYCARDIE
   –> stimulation vagale, administration des médicaments (opioïdes, anesthésiques volatils et intraveineux)
4. HYPOTENSION
   –> vasodilatation périphérique, déshydratation, faible contractilité du myocarde, niveau d’anesthésie profond
5. DOULEUR
   –> maladie, niveau d’anesthésie superficielle, augmentation du besoin en analgésiques
   –> augmentation de la FC, PA, FR, réponse de stress, augmentation du catabolisme protéique, inconfort agressivité, inflammation
6. DÉSHYDRATATION ET/OU HYPOVOLÉMIE
   –> hypotension, hypoperfusion, acidose métabolique
7. HYPERTHERMIE
   –> hypermétabolisme, augmentation de la consommation et des besoins d’oxygène
8. PATHOLOGIE RESPIRATOIRE
   –> acidose respiratoire, hypoxémie, fièvre
9. PATHOLOGIE CARDIAQUE
   –> réduction du DC, hypotension, réduction de la contractilité cardiaque
10. ANÉMIE (Ht)
    –> hypoxie, acidose métabolique et augmentation du DC
11. HYPOPROTÉINÉMIE (PT)
    –> hypovolémie, hypotension, réduction de la liaison des médicaments
12. HYPOGLYCÉMIE (glycémie)
    –> convulsions et coma

Question 199

Les facteurs influençant le réveil d’anesthésie

Answer 199

1. Pharmacologiques
2. Propres au patient
3. Chirurgicaux

Question 200

Pharmacologiques: L’anesthésie volatile

Answer 200

1. Le délai d’action dépend de 3 facteurs
   –> Pression partielle de l’agent anesthésique dans l’air inspiré (% du vaporisateur)
   –> Solubilité dans le sang
   –> Lipophilie
2. La fraction expirée de l’agent volatil va nous permettre d’objectiver la concentration de l’agent volatil a/n du cerveau
3. Durée de la procédure
   –> Réveil plus lent après des anesthésies de longue durée
   –> Effet limité par des agents modernes à faible solubilité sang-gaz

Question 201

Pharmacologiques: Agents anesthésiques injectables

Answer 201

1. Alfaxalone, propofol, kétamine, étomidate, (thiopental), etc.
2. Aux doses appropriées, la durée de l’effet d’une DOSE UNIQUE est majoritairement déterminée par la redistribution au cerveau

Question 202

Pharmacologiques: Sédatifs/analgésiques

Answer 202

1. Phénothiazine (acépromazine), opioïdes, benzodiazépines, butyrophénones (azapérone)
2. Potentialisent la dépression du SNC et accentuent la lenteur du réveil

Question 203

Facteurs pharmacologiques généraux

Answer 203

1. Les effets secondaires, souvent indésirables, des médicaments peuvent avoir une répercussion sur la durée et la qualité du réveil, par exemple:
   –> Dépression cardiovasculaire
   –> Hypotension
   –> Hypoventilation (opioïdes = l’évacuation des agents volatils est ralentie)

Question 204

Anesthésie maintenue avec des agents injectables en infusion

Answer 204

En médecine humaine, le réveil peut être prédit par la «demie-vie contextuelle»
1. Contexte = durée de l’infusion
2. Demie-vie = le temps nécessaire pour que la concentration de celle-ci diminue de moitié
–> Concentrations plasmatiques considérées: négligeables après 3 demi-vies (taux plasmatique à 12,5% de sa valeur initiale) et quasi nulles après 5 demi-vies (plus que 3,15%)
3. À mesure que la durée de la perfusion augmente, le métabolisme et l’élimination peuvent devenir des facteurs importants relativement au réveil
4. Médicament peu influencé par la durée de l’infusion = rémifentanil
5. Médicaments fortement influencés par la durée de l’infusion = fentanyl, thiopental, propofol (particulièrement chez le chat)

Question 205

Facteurs propres au patient: Facteurs communs

Answer 205

1. Variation individuelle = différence dans la réponse aux doses
2. Température corporelle
3. Les extrêmes d’âge = patients néonataux/pédiatriques/gériatriques
4. Les extrêmes de poids = obésité/émaciation

Question 206

L’hypothermie

Answer 206

1. Dépression cardiovasculaire
2. Dépression respiratoire
3. Dépression du SNC
4. Diminution du métabolisme de 10% par perte de 1°C
5. Les chiens hypothermes ont des réveils significativement plus longs que des chiens normothermes

Question 207

Les extrêmes d’âge

Answer 207

1. Patients néonataux, pédiatriques et gériatriques
   –> Augmentation de la SENSIBILITÉ DU SNC aux molécules sédatives et aux anesthésiques
   –> Risque extrêmement élevé de développer de l’HYPOTHERMIE
2. Patients gériatriques
   –> Tendance à présenter des maladies concomitantes ou sous-jacentes
3. Obésité
   –> Difficile d’estimer précisément le poids de la maigreur = risque de SURDOSAGE
4. Émaciation
   –> Très susceptibles à l’HYPOTHERMIE

Question 208

Facteurs chirurgicaux

Answer 208

1. Douleur = accélération du réveil
2. Les agents volatils à haute solubilité dans le sang peuvent mener à une accumulation lors des procédures très longues
3. Utilisation de bloqueurs neuromusculaires

Question 209

Signes de réveil: Chien et Chat

Answer 209

Question 210

Signes de réveil: Cheval

Answer 210

Question 211

L’extubation: Quand faut-il retirer le TET (ou masque laryngé)?

Answer 211

1. Règle générale: quand les réflexes protecteurs réapparaissent = déglutition
   –> Cela peut varier selon les anesthésiques utilisés
2. Deux exceptions
   –> Plus TÔT = CHATS ET LAPINS
   –> Plus TARD = BRACHYCÉPHALES ET RUMINANTS
3. Dégonfler le ballonnet avant d’extuber
   –> En cas de régurgitations intra-OP ou s’il y a bcp de débris dans la bouche, le ballonnet peut être maintenu légèrement gonflé afin de retirer les particules
4. Sortir le tube lentement et constamment en ouvrant légèrement la bouche de l’animal

Question 212

Complications liées à l’extubation

Answer 212

1. Toux
2. TET endommagé avec risque d’aspiration
3. Laryngospasme
   –> Surtout chats, lapins, primates, petits ruminants et camélidés
4. Lésions et ruptures trachéales
5. Brachycéphales
   –> Risque de réveil prolongé, obstruction des voies respiratoires après l’extubation, etc.
6. Perte de vision
   –> Chats suite à l’utilisation des pas-d’âne

Question 213

Mortalité peropératoire des animaux de compagnies

Answer 213

1. 0-3h post-op

Question 214

Causes de mortalité au réveil

Answer 214

1. Multifactoriel
   –> Cardiovasculaire, respiratoire, inconnu
2. Facteurs contributeurs principaux
   –> Manque de monitoring
   –> Manque de surveillance

Question 215

Salle de réveil

Answer 215

1. Idéalement il y a un espace réservé au réveil dans chaque établissement réalisant des anesthésies
   –> Taille adaptée aux «case loads»
2. Bonne ventilation
3. Source d’oxygène
4. Moyen de réchauffement efficace
   –> Faire attention à hypothermie
5. Équipement d’urgence:
   –> Machine d’anesthésie avec systèmes respiratoires
   –> Équipement d’intubation d’urgence
   –> Aspiration
   –> Moniteur
   –> Drogues d’urgence et tableau de dose +/- défibrillateur

Question 216

Paramètres à suivre pendant le réveil

Answer 216

1. Niveau de conscience, activité du patient, retour des réflexes physiologiques
2. Température
3. Oxygénation
4. Ventilation et voies respiratoires
5. Circulation = FC ou pouls, qualité du pouls, muqueuses, TRC
6. Analgésie = niveau de douleur

Question 217

Laisser seul seulement si…

Answer 217

1. L’animal est alerte = peut lever la tête, déglutir, réflexes oculaires présents, idéalement peut se tenir en position sternale
2. Pas de tremblements et température au-dessus du seuil de tremblements (>35 °C)
3. Muqueuses roses quand l’animal inspire de l’air ambiant, mieux si SpO2 > 94%
4. L’animal respire spontanément et amplement sans tube ET
5. FC (+/- PA) dans les 20% des valeurs préanesthésiques
6. Pouls fort et régulier
7. L’analgésie adéquate a été administrée

Question 218

Complications au réveil

Answer 218

1. Obstruction des voies respiratoires supérieures
2. Hypoxémie
3. Hypothermie
4. Douleur
5. Réveil excité/dysphorie
6. Réveil prolongé
7. Saignement a/n de la plaie chirurgicale
8. Hyperthermie
9. Instabilité hémodynamique

Question 219

1. Obstruction des voies respiratoires supérieures

Answer 219

Causes
1. Perte de tonus des muscles pharyngés
–> Effets persistants des anesthésiques, sédatifs et analgésiques ou des bloqueurs neuromusculaires
–> Symptômes = ronflement, narines écartées lors de l’inspiration, respiration paradoxale
–> Traitement = extension de la tête et du cou, langue tirée délicatement vers l’avant et antagonisation
–> Fréquent chez les races brachycéphales = extuber le plus tard possible
2. Régurgitation ou vomissement
–> Maintenir chien en position sternal avec la tête surélevée
–> Races brachycéphales particulièrement à risque = extubation tardive peut malheureusement favoriser l’occurence de régurgitation
3. Laryngospasmes et oedème laryngé
–> Apparition le plus svt après l’extubation
–> Chats particulièrement à risque

Question 220

2. Hypoxémie

Answer 220

1. Hypoxémie amène dysfonction SNC
2. **Hypoxémie causée par:
   –> Diminution FiO2
   –> Hypoventilation
   –> Déséquilibre entre la ventilation et la perfusion pulmonaire (V/Q mismatch)
   –> Shunts extra-pulmonaires
   –> Problèmes de diffusion

Question 221

4. Douleur: Analgésie inadéquate

Answer 221

1. Analgésie en période postopératoire primordiale afin d’éviter un réveil agité
2. Douleur peut favoriser l’occurence des tremblements pendant le réveil
3. Réveil agité?
   –> Évaluation de la douleur impératif
   –> Ajouter de l’analgésie si nécessaire
4. Vessie remplie peut aussi être à l’origine d’un inconfort
   –> La vessie doit être vidée avant le réveil

Question 222

5. Réveil excité/dysphorie

Answer 222

1. Activité anormale
   –> Ex: pédalage
2. Vocalisation
3. Causes:
   –> Prémédication insuffisante (sédation terminée au réveil) = particulièrement avec anesthésie volatile ou l’alfaxalone
4. Douleur!!
5. Plan d’action:
   –> Tenter de différencier entre la dysphorie et la douleur = réponse à la stimulation et évaluation de la douleur
   –> Administrer de l’analgésie
   –> Administrer un sédatif = dans les cas extrêmes, repousser au propofol/alfaxalone avant d’administrer les autres médicaments
   –> Antagoniser les benzodiazépines ou les opioïdes en partie (?)

Question 223

6. Réveil prolongé

Answer 223

Réveil prolongé > 60 mins
Si l’animal ne se réveille pas = checklist:
1. Hypoxémie
2. Hypoventilation
3. Hypovolémie
4. Hypoglycémie
5. Hypothermie
6. Troubles neurologiques
7. Interactions des différents médicaments administrés
8. Conditions médicales pré-existantes
–> Ex: troubles endocrines (hypothyroïdie), hépatiques ou rénaux
9. Effets restants des anesthésiques utilisés = plus fréquent!

Question 224

Hypercapnie

Answer 224

1. Hypercapnie >80 mm Hg cause de la narcose
2. Hypercapnie causée par:
   –> Hypoventilation
   –> Réinspiration de CO2
   –> Augmentation de la production de CO2
   –> Augmentation de l’espace mort (anatomique, alvéolaire, équipement/mécanique)

Question 225

Dysfonction respiratoire

Answer 225

1. Causes = drogues, hypothermie, dysfonction cérébrale, dysfonction musculaire, maladie pulmonaire, pression abdominale augmentée, douleur thoracique, obstruction VR
2. Conséquences = hypercapnie, hypoxémie, acidose

Question 226

Hypoglycémie

Answer 226

1. Néonataux/pédiatriques
2. Sepsis
3. Hypoadrénocorticisme
4. Surdose insuline
5. Insuffisance hépatique
   –> shunt porto-systémique
6. Insulinome

Question 227

Maladies sous-jacentes: Neurologiques

Answer 227

1. Augmentation de la pression intracrânienne
   –> Ex: à cause d’une néoplasie ou d’un oedème cérébral
2. Ischémie cérébrale
3. Hémorragie cérébrale
4. Convulsions (hypoxémie cérébrale)

Question 228

Maladies sous-jacentes: Endocrines

Answer 228

HYPOTHYROÏDISME
1. Diminution de la fonction cardiovasculaire, respiratoire et métabolique
2. Neuropathie périphérique
3. Peu dynamique

Question 229

Maladies sous-jacentes: Hépatiques

Answer 229

Peut être à l’origine de:
1. Hypothermie
2. Hypoglycémie
3. Hypoprotéinémie
4. Diminution du métabolisme des médicaments administrés = risque de surdosage plus élevé
–> Peu/pas d’effet sur le réveil des agents volatils/IV, mais peut prolonger l’effet des sédatifs

Question 230

Maladies sous-jacentes: Insuffisances rénales

Answer 230

1. Urémie (syndrome urémique) = encéphalopathie (convulsions), acidose
2. Kétamine = éliminée intacte dans l’urine des chats!

Question 231

Autres facteurs rares liés au patient qui affectent le réveil

Answer 231

1. Hypernatrémie
   –> Déshydratation cérébrale = pathologie cérébrale
2. Hyperglycémie
   –> Oedème cérébral / occlusion vasculaire
3. Facteurs génétiques
   –> Multiples facteurs décrits en médecine humaine

Question 232

Plan d’action lors d’un réveil prolongé

Answer 232

1. Vérifier signes vitaux (FC, FR, température)
2. Stimuler le patient
3. Revoir la charte d’anesthésie: doses des drogues, interactions, temps
4. Vérifier glycémie
5. Gaz sanguin artériel, capnographie
6. Antagonistes pharmacologiques
   –> Naloxone = Opioïdes
   –> Flumazénil = Benzodiazépines
7. Examen neurologique = réflexes palpébraux, réflexe de retrait, réflexes pupillaires
8. Imagerie du cerveau

Question 233

Mortalité peropératoire des chevaux

Answer 233

1. Coliques exclues 1:100
2. Coliques 1:10
3. Causes:
   –> Arrêt cardiaque 30%
   –> Fractures/myopathies 30%
   –> Autre
4. Réveil:
   –> Phase de l’anesthésie où le vétérinaire a très peu de contrôle
   –> Réveil assisté (aux cordes) peut réduire le risque d’incidents mineurs, mais il n’y a pas d’évidence scientifique qui démontre que le taux de complications majeures est réduit
   –> Harnais/slings
   –> Piscine

Question 234

Réveil des chevaux

Answer 234

1. Conceptuellement facile…
   –> Idéalement le cheval se lève au premier essai et reste debout, sans signe d’ataxie, sans tremblements
2. Stratégie:
   –> Maintenir le cheval couché avec sédation et en immobilisant la tête jusqu’à ce que le cheval soit prêt, c’est-à-dire qu’il faut juger quand le cheval semble prêt à se lever
   –> Tirer le membre thoracique sous le cheval vers l’avant en arrivant au box de réveil
   –> Vider la vessie au plus tard à ce moment
   –> Supplémenter en oxygène le plus longtemps possible

Question 235

Indicateurs du réveil chez les chevaux

Answer 235

1. Nygstamus
   –> Devrait apparaître et surtout disparaître
2. Respiration plus fréquente et surtout plus ample
3. Tonicité des muscles du corps (souvent cou/encolure en premier)
4. Déglutition
5. Mouvements spontanés
6. Le fait de rentrer la langue dans la bouche
7. Mouvement des oreilles (très peu spécifique)

Question 236

Réveil prolongé chez le cheval

Answer 236

1. Définition = un réveil qui dure plus que la moitié de la durée de l’anesthésie
2. Causes:
   –> Similaire aux animaux de compagnie
   –> Myopathies
   –> Neuropathies (causées par leur poids lourd) = parésie des nerfs radiaux, fémoraux, sciatiques
   –> Myélomalacie (posture typique assise)

Question 237

Risques associés au réveil des ruminants

Answer 237

1. Risque élevé de régurgitation et pneumonie par aspiration
2. Risque élevé d’aspirer de la pain/foin/copeaux et pneumonie par aspiration, car les réveils se font dans leur box d’hospitalisation
3. Météorisme = bloating

Question 238

Mesures de précaution chez les ruminants

Answer 238

1. Positionner immédiatement en sternal ou décubitus latéral droit
2. Protéger le tube ET
3. Inspection de la cavité orale = enlever/aspirer du matériel s’il y en a
4. Garder le ballonnet du tube ET gonflé jusqu’au moment de l’extubation
5. Administrer de l’oxygène le plus longtemps possible
6. Extuber une fois que l’animal commence à mastiquer et avec le ballonnet partiellement gonflé
7. Se lève généralement très calmement de manière coordonnée

Question 239

Le réveil se limite-t-il à être conscient? ERAS - Enhanced Recovery After Surgery

Answer 239

1. Dans le but de faciliter un retour plus rapide aux fonctions normales, l’ERAS cible à optimiser la période du réveil sans compromettre l’analgésie
2. Facteurs à optimiser = température, analgésie, nutrition et fluides, fonction intestinale, mobilité (physiothérapie)

Question 240

RCP - Plan général

Answer 240

1. Préparation
2. Support vital de base
3. Support vital avancé
4. Monitoring
5. Soins post-réanimation

Question 241

Préparation propriétaires

Answer 241

1. Demander souhait à la réanimation
   –> Hospitalisation
   –> Anesthésie
   –> Critiques
2. Identification claire des patients
3. Patients en arrêt à leur arrivée = informations concises d’anamnèse
   –> Durée conditions, pertes de volumes, médicaments
   –> Questions fermées

Question 242

Préparation matériel

Answer 242

STATIONS DE RÉANIMATION
1. Salles hospitalisations
2. Tous les endroits avec anesthésie
3. Stations fixes ou mallette de réanimation
4. Uniformité des stations
–> Familiarité avec contenu et organisation
–> Améliore beaucoup efficacité
5. Remplissage vérifié et matériel fonctionnel
–> Organisation logique et appropriée
–> Contenu approprié
–> Remplissage et vérifications réguliers
–> Sceaux de vérifications (tags)
6. Aides mémoires
–> Dosage des drogues
–> Algorithme de réanimation

Question 243

Préparation personnel

Answer 243

ENTRAÎNEMENT À LA RCP
1. Connaître les étapes
2. Être à l’aise avec les gestes techniques
3. Entraînement tous les 6 mois est recommandé
4. Debriefing après une RCP pour revoir et critiquer la performance de toute l’équipe
–> Amélioration des performances
–> Meilleure mémorisation de l’information

ÉQUIPE
1. Minimum 2 personnes
2. Idéal 5 personnes
–> Meneur de la RCP
–> Ventilation
–> Massage cardiaque
–> Préparation drogues
–> Regarde le temps et prend des notes

Question 244

Préparation à la RCP

Answer 244

ENTRAÎNEMENT DU MENEUR DE LA RCP (VÉTÉRINAIRE)
1. Ordres courtes, claires à des personnes précises et répéter ordre en retour
–> Meilleure performance
–> Moins interruption
–> Support vital de meilleure qualité
–> Bonne communication = meilleures performances

TRAVAIL D’ÉQUIPE
1. Chacun a un rôle précis, mais doit avoir une vision globale de l’évolution du patient
2. Ne pas hésiter à faire remarquer si semble avoir une erreur

Question 245

Reconnaissance d’un arrêt cardio-pulmonaire

Answer 245

1. **Perte de conscience, ne réagit pas
2. **Apnée, respiration agonique
3. Absence de pouls ou de battements cardiaques audibles
   –> Imprécis
   –> Pas plus de 5 secondes
   –> Palpation pouls entraîne souvent un délais à la mise en place de la RCP
4. Doppler
   –> Trop long sauf si déjà en place
5. ECG
   –> Imprécis, dissociation électromécanique possible

Question 246

Mise en place d’une RCP

Answer 246

DÉLAIS MISE EN PLACE D’UNE RÉANIMATION
1. En cas de doute, commencer la RCP
2. Rapidité de RCP augmente la survie et diminue les lésions neurologiques
3. Lésions secondaires aux compressions thoraciques pour un patient qui n’est pas en arrêt
–> Risque faible
–> Fractures de côtes 1,6%
–> Douleur thoracique 11,7%
–> Lésions musculaires 1,4%
–> <2% effets adverses importants (médecine humaine)

Question 247

Support vital de base

Answer 247

1. Doit être mis en place dès mise en évidence de l’arrêt cardio-pulmonaire
   –> Massage cardiaque
   –> Voies respiratoires et ventilation
   –> Idéalement réalisés en même temps
2. Peut-être initié avec le support vital avancé et le monitoring si possible

Question 248

Voies respiratoires

Answer 248

IMPORTANCE DE LA VENTILATION
1. Hypoxémie et hypercapnie diminuent la probabilité de survie
2. Majorité des arrêts en médecine vétérinaire sont d’origine respiratoire

VÉRIFIER SI OBSTRUCTION DES VOIES RESPIRATOIRES SUPÉRIEURES
1. Inspection visuelle
2. Palpation directe oro-pharynx
–> Ex: retrait corps étranger
3. Succion des sécrétions au besoin

DIFFÉRENTES VOIES POSSIBLES
1. Intubation endotrachéale avec tube avec ballonnet
2. Trachéostomie d’urgence
3. Cricothyroïdotomie d’urgence
4. Bouche à museau

Question 249

Ventilation

Answer 249

INTUBATION RAPIDE EST RECOMMANDÉE
1. Décubitus latéral pendant les compressions thoraciques
–> Importance de se pratiquer
2. Extension du cou pour faciliter intubation

VÉRIFICATION INTUBATION ENDOTRACHÉALE
1. Visualisation oro-laryngée
2. Auscultation
3. Mouvements thoraciques avec ventilation
4. Capnographie
–> Ne doit pas être le seul critère initialement

VENTILATION DES PATIENTS INTUBÉS
1. Fréquence de ventilation = 10 rpm
2. Volume tidal = 10 ml/kg
3. Court temps d’inspiration = 1 seconde

VENTILATION DES PATIENTS NON-INTUBÉS « BOUCHE À MUSEAU »
1. Aucune étude sur l’efficacité et le ratio compression/ventilation idéal
2. Recommandations = 30 compressions suivi de 2 respirations
3. Technique:
–> Fermer gueule avec une main
–> Extension du cou
–> Souffler très fort dans les narines
–> Regarder mouvements du thorax = expansion relativement normale

Question 250

Compressions thoraciques

Answer 250

1. Chien >10kg = pompe thoracique
   –> Compression indirecte de l’aorte et des veines caves dû à l’augmentation de la pression intra-thoracique propulsant le sang hors du thorax
   –> Pression intra-thoracique sous-atmosphérique lors de la relaxation permet le retour veineux dans le coeur droit et la circulation pulmonaire
   –> Coeur = conduit passif
2. Chien <10 kg et chats = pompe cardiaque
   –> Compression directe des ventricules permet l’éjection du sang hors du coeur

Question 251

Technique compressions thoraciques

Answer 251

1. Chiens de taille moyenne et grande avec thorax rond (A)
   –> Décubitus latéral
   –> Mains a/n partie la plus haute du thorax
2. Chiens à thorax étroit (B)
   –> Décubitus latéral
   –> Mains a/n du coeur
3. Chiens avec thorax en tonneau (C)
   –> Décubitus dorsal
   –> Mains au dessus du coeur
4. Chats et petits chiens
   –> Décubitus latéral ou sternal
   –> Compressions circonférentielles a/n du coeur à une main ou deux mains si fatigue
5. Posture
   –> Mains l’une sur l’autre avec la paume sur le thorax
   –> Coudes bloqués
   –> Épaules directement au dessus des mains (utiliser tabouret au besoin)
   –> Utiliser le poids du corps et non les bras
6. Fréquence de compression = 100-120 /min
   –> Chanson Staying alive, macarena, dancing queen, crazy in love
7. Compression de 1/3 à 1/2 de la hauteur du thorax
8. Permettre le retour élastique du thorax entre chaque compression
9. Permet de générer au mieux 30% du débit cardiaque normal

Question 252

Cycles de RCP

Answer 252

1. D’après études humaines = cycles de 2 minutes sans interruption
   –> Meilleure survie et statut neurologique par rapport cycles plus courts
   –> 1 min nécessaire pour avoir une perfusion cérébrale adéquate
   –> > 2 mins, fatigue importante et massage non efficace
2. Changement de masseur à chaque cycle avec interruption minimale des compressions thoraciques si possible
3. Réévaluation de l’ECG entre chaque cycle

Question 253

Support vital avancé

Answer 253

1. Idéalement réalisés en même temps que le support vital de base

Question 254

Monitoring

Answer 254

ÉLECTROCARDIOGRAMME (ECG)
1. Mise en place distalement sur les membres
2. Gel à électrode et non alcool
3. ECG permet de déterminer quel support vital avancé doit être administré
4. Artéfact pendant compressions thoraciques = ininterprétable
5. Évaluation rapide de l’ECG entre chaque cycle associé avec le pouls = 2-5 secondes
6. 3 groupes d’arythmies
–> Rythme de perfusion = répétition de complexes associés à un pouls fémoral
–> Rythmes non défibrillables = asystole et activité électrique sans pouls
–> Rythmes défibrillables = fibrillation ventriculaire et tachycardie ventriculaire sans pouls

END TIDAL CO2
1. Dépend de 2 facteurs
–> Débit sanguin pulmonaire
–> Volume minute respiratoire = FR x volume tidal (importance ventilation constante)
2. EtCO2 = 0 Anormal
–> Tube ET mal placé
–> Ballonnet du tube ET pas assez gonflé
3. Indicateur de massage cardiaque efficace et retour circulation spontanée
4. Indicateur de RCP efficace
–> Objectif EtCO2 > 15 mm Hg
–> Si pas le cas, vérifier que massage cardiaque réalisé adéquatement
5. Indicateur de retour circulation spontanée
–> Augmentation marquée de l’EtCO2 >30 mm Hg
–> Vérifier autres signes avant arrêt massage cardiaque = pouls fémorable palpable, mouvements, réflexe cornéen

DOPPLER
1. Artéfact possible lors compression thoracique
–> Artéfact de mouvements ou flux veineux rétrograde
2. Peut être utile entre RCP, mais ne doit pas retarder les compressions thoraciques
3. Très peu d’intérêt sauf si déjà en place avant RCP

OXYMÈTRE DE POULS
1. Pas d’intérêt, car probablement aucune valeur

Question 255

Voies d’accès

Answer 255

VOIES INTRAVEINEUSES OU INTRA-OSSEUSES À PRÉFÉRER
1. Mettre la KT le plus proche du coeur possible
2. Initialement petit KT, car plus facile à mettre en place lors d’arrêt
3. Penser à la réalisation d’un cut-down si accès veineux difficile
4. Cathéter intra-osseux si accès veineux impossible
5. Flusher saline non héparinée
–> 3 ml = chat
–> 5-10 ml = petit chien
–> 10-15 ml = grand chien

INTRA-TRACHÉALE si IV ou IO impossibles
1. Atropine, épinéphrine et vasopressine
2. Dose doublée (ou 10 fois la dose standard pour épinéphrine)
3. Drogue diluée dans 5-10 ml saline
4. Administrée avec un long cathéter Red Rubber dans le tube ET
5. Flusher avec 5-10 ml d’air

JAMAIS VOIE INTRA-CARDIAQUE

Question 256

Réversion des drogues administrées

Answer 256

1. Réverser toute drogue sédative / anesthésique administrée
2. Les risques liées aux ageents réversants sont faibles
3. Opioïdes = naloxone
4. Benzodiazépines = flumazénil
5. Alpha2 agonistes = atipamezole

Question 257

Rythmes cardiaques NON DÉFIBRILLABLES

Answer 257

1. Asystole
2. Activité électrique sans pouls
   –> Répétition de complexes
   –> FC > 200 bpm
   –> Absence de pouls palpable

PRINCIPES DE PRISE EN CHARGE
1. Vasopresseurs
2. Anticholinergiques
3. Correction volume circulant au besoin

Question 258

Vasopresseurs

Answer 258

1. Objectifs
   –> Vasoconstriction périphérique pour ramener le volume sanguin dans la circulation centrale
   –> Augmentation de la perfusion cérébrale et coronarienne
2. Molécules disponibles
   –> Épinéphrine
   –> Vasopressine

Question 259

Vasopresseur: Épinéphrine

Answer 259

1. Catécholamine
2. Utilisé principalement pour son effet ALPHA1
   –> Récepteurs alpha1 moins sensibles lors d’acidose
3. Effet beta1 moins crucial, peu exacerber l’ischémie du myocarde et être à l’origine d’arythmies
4. Faible dose = 0,01 mg/kg IV chaque 2 CYCLES est recommandée
5. Forte dose = 0,1 mg/kg IV
   –> Pas associée avec une augmentation de la survie. Peut être considérée en cas de RCP prolongée inefficace sur un patient au pronostic de retour faible

Question 260

Vasopresseur: Vasopressine

Answer 260

1. Effet recherché = récepteurs V1 des muscles lisses vasculaires = VASOCONSTRICTION
2. Non influencé par l’acidose
3. Absence d’effet inotrope ou chronotrope pouvant aggraver une ischémie du myocarde
4. Efficacité de la vasopressine supérieure/inférieure à celle de l’épinéphrine non prouvée
5. Peut être utilisée à la place de l’épinéphrine ou en combinaison TOUS LES 2 CYCLES
6. Dose = 0,8 U/kg IV

Question 261

Anticholinergique: Atropine

Answer 261

1. Agent parasympatholytique
   –> Suppression stimulation vagale
   –> Augmentation de la FC si retour circulation spontanée
2. Recommandée lors de TONUS VAGAL important suspecté
   –> Troubles GI
   –> Toux
   –> Chirurgie ophtalmologique
   –> Administration opioïdes
   –> Manipulation larynx (ex: intubation)
3. Dose classique = 0,04 mg/kg
4. Longue durée d’action, TOTALE DE 2 DOSES en général lors RCP

Question 262

Autres médications possibles

Answer 262

BICARBONATES
1. Acidose métabolique sévère fréquente
2. Effets néfastes si administrés tôt
3. À utiliser lors d’arrêt prolongé > 10 mins
4. Dose = 1mEq/kg

CORTICOSTÉROÏDES
1. Absence d’effet bénéfique
2. Effets secondaires néfastes chez patients hypotensifs
3. Non recommandé

Question 263

Utilisation des fluides

Answer 263

PATIENTS EUVOLÉMIQUES
1. Contre-indiqué
2. Effet néfaste pour la perfusion tissulaire dont cérébrale et coronarienne

PATIENTS HYPOVOLÉMIQUES
1. Administration d’un bolus de fluides isotoniques
2. Concentré de GR chez des patients anémiés et hypovolémiques

Question 264

Rythmes cardiaques DEFIBRILLABLES

Answer 264

1. Fibrillation ventriculaire
2. Tachycardie ventriculaire sans pouls
   –> Répétition de complexes
   –> FC > 200 bpm
   –> Absence de pouls palpable

PRINCIPES DE PRISE EN CHARGE
1. Défibrillation
2. Si arythmie prolongée = ajoint anti-arythmique

Question 265

Défibrillation

Answer 265

PRINCIPE
1. Dépolariser nombreuses cellules au même moment pour arrêter la dépolarisation aléatoire et l’activité mécanique incoordonnée

MOMENT DÉFIBRILLATION
1. Témoin du début arythmie et de l’arrêt cardiaque
–> Défibrillation immédiate car réserves ATP adéquates dans les cellules myocardiques
–> Commencer massage cardiaque pendant chargement défibrillateur
2. Pas témoin de l’arrêt cardiaque
–> Faire un cycle de massage cardiaque de 2 mins = favoriser la perfusion cardiaque et augmentation ATP cellules myocardiques
3. Visualisation arythmies entre 2 cycles
–> Défibrillation immédiate car réserves ATP adéquates dans les cellules myocardiques
–> Commencer massage cardiaque pendant chargement défibrillateur

Question 266

Défibrillation électrique

Answer 266

1. Défibrillateur biphasique
   –> Plus efficace avec une énergie moins importante que monophasique, moins de lésions myocardiques
   –> Courant vers une électrode puis revient
   –>Dose = 2-4 J/kg
2. Défibrillateur monophasique
   –> Courant unidirectionel
   –> Dose = 4-6 J/kg
3. Si inefficace, possibilité d’augmenter la dose de 50% jusqu’à 10 J/kg
   –> Risque de lésion au myocarde
4. Technique défibrillation électrique
   –> Les palettes doivent être positionnées de part et d’autre du thorax à la jonction costo-chondrale a/n du coeur
   –> Décubitus dorsal préféré
   –> Application de gel sur les palettes
   –> Raser si poils denses
   –> PAS D’ALCOOL
   –> S’assurer de l’absence de contact du personnel avec le patient ou la table = « Clear »
5. Suivi = Après une défibrillation RECOMMENCER UN CYCLE et réévaluer arythmie à la fin du cycle
   –> 70% de récurrence en 60 secondes
   –> Seul 20% présentent une récurrence dans les 6 secondes

Question 267

Défibrillation mécanique: Choc précordial

Answer 267

1. Frapper le thorax a/n du coeur
2. Peu efficace
3. À considérer en absence de défibrillation électrique

Question 268

Rythmes cardiaques défibrillables réfractaires

Answer 268

1. Durée > 10 mins (5 cycles) malgré défibrillations
2. Ajouter anti-arythmique et vasopresseur
   –> Anti-arythmique peuvent être pro-arythmogène donc à considérer uniquement si réfractaire défibrillation
3. Continuer la défibrillation après chaque cycle

Question 269

Anti-arythmiques et vasopresseurs

Answer 269

ANTI-ARYTHMIQUE
1. Amiodarone
–> Risque anaphylactique, préférer forme aqueuse
2. Lidocaïne
–> À considérer si amiodarone non disponible
–> Si défibrillation monophasique = nécessite plus énergie suite lidocaïne pour défibriller

VASOPRESSEURS
1. Peuvent être pro-arythmogène donc à considérer uniquement si réfractaire défibrillation
2. Vasopressine > épinéphrine car efficace également si pH acide

Question 270

Réanimation thorax ouvert

Answer 270

INDICATIONS
1. Maladies pleurales
2. Perte intégrité thoracique
–> Hernie diaphragmatique, plaies pénétrantes
3. Maladies péricardiques
4. Races géantes >50 kg
5. Arrêt cardio-respiratoire prolongé >10 mins

NÉCESSITÉ DE SOINS POST-RÉANIMATION INTENSIFS

Question 271

Pronostic

Answer 271

SUCCÈS
1. Arrêt RCP après 15 mins sans retour circulation spontanée
2. Maladie traitable /péri-anesthésique = environ 50% survie
3. Congé de l’hôpital en général = 6-7%
–> Fort risque autre arrêt

SYNDROME POST ARRÊT CARDIO-PULMONAIRE
1. Défaillance multi-organique
2. Choc cardiogénique
3. Lésion anoxique cérébrale

Question 272

Soins post arrêt cardio-pulmonaire

Answer 272

OBJECTIFS
1. Monitoring pour détecter nouvel arrêt cardio-pulmonaire
–> Télémétrie
–> PA
–> Oxygénation et ventilation
–> Température
–> Paramètres sanguins
2. Optimisation hémodynamique
3. Contrôle de la fonction respiratoire
4. Hypothermie
5. Utilisation de drogues

Question 273

Optimisation respiratoire

Answer 273

1. Contrôle ventilation et oxygénation
   –> Hypercapnie = augmentation du flot sanguin et hypertension intracrânienne
   –> Hypocapnie = diminution du flot sanguin et hypoxie cérébrale
   –> Hyperoxémie = production radicaux libres et dommages oxydatifs
2. Objectifs
   –> Normocapnie = PaCO2 35-45 mm Hg
   –> Normoxémie = SpO2 94-98% et PaO2 80-120 mm Hg
3. Moyens
   –> Oxygénation
   –> Ventilation pression positive = si patient hypercapnique, hypoxémique avec FiO2 > 60% et peut être délétère (néfaste) au retour veineux / débit cardiaque

Question 274

Optimisation hémodynamique

Answer 274

1. Objectif = assurer une bonne perfusion et oxygénation tissulaire
2. Cible primaire = Lactates < 2,5 mmol/L
3. Cibles secondaires
   –> PA
   –> Saturation artérielle en oxygène
   –> Hématocrite
4. Fluidothérapie
   –> Adapté selon les besoins du patient
   –> Larges volumes uniquement si hypovolémie
5. Vasopresseurs et inotropes positifs
   –> Titré aux besoins du patient
   –> SI hypotension et non hypovolémique
   –> Hypertension (PAM > 150 mm Hg) pourrait être bénéfique en début de traitement?
6. Transfusion sanguine = si anémie et clinique de son anémie

Question 275

Hypothermie

Answer 275

1. Hypothermie légère thérapeutique
   –> Durant 24-48 hrs
   –> 32-34 °C
   –> Permet une protection neuronale et cardiaque
   –> Rare en médecine vétérinaire
2. Application médecine vétérinaire
   –> Ne pas réchauffer trop rapidement post-réanimation si hypotherme
   –> 0,25 à 0,5 °C / hr
   –> Éviter > 1,0 °C / hr

Question 276

Définition de l’euthanasie

Answer 276

1. Grec
   –> «eu» = bonne
   –> «thanatos» = mort

Question 277

Que signifie «bonne» ?

Answer 277

1. Le plus rapide possible sans douleur ou détresse
   –> Pour éviter la détresse, les vétérinaires devraient s’efforcer d’euthanasier les animaux à l’intérieur d’une zone de confort physique et comportemental de l’animal (ex: température, habitat) et lorsque possible, préparer un environnement calme -AVMA
2. Perte de conscience rapide avant la mort
   –> Le poids des évidences indique que les humains ne sont pas uniques dans la possession de substrats neurologiques générant la conscience. Les animaux non-humains, incluant tous les mammifères et oiseaux, et plusieurs autres espèces, incluant pieuvres, possèdent aussi ces substrats neurologiques

Question 278

Perte de conscience

Answer 278

1. Inconscience = interruption capacité cerveau à intégrer information
   –> Homme = perte d’une réponse appropriée à une commande verbale
   –> Animal = perte de réflexe de redressement (ou de retrait)
2. Perte de conscience doit être rapide avant:
   –> Perte fonction musculaire
   –> Arrêt cardio-respiratoire
   –> Perte fonction cérébrale

Question 279

Critères acceptables euthanasie AVMA

Answer 279

1. Habileté à induire perte de conscience et mort avec détresse/douleur minimale
2. Délai requis pour induire la perte de conscience
3. Fiabilité
4. Sécurité du personnel
5. Irréversibilité
6. Compatible avec l’usage de l’animal
7. Effet émotionnel sur les observateurs/opérateurs
8. Effet sur les tissus/échantillons
9. Accessibilité de la drogue et potentiel d’abus (humain)
10. Compatibilité avec espèce/âge/santé
11. Fiabilité de l’équipement
12. Sécurité pour les charognards
13. Exigences légales
14. Impact environnemental

Question 280

Classification des méthodes d’euthanasie

Answer 280

1. Méthodes ACCEPTABLES
   –> Les méthodes acceptables sont celles qui produisent systématiquement une mort sans cruauté lorsqu’elles sont utilisées comme seul moyen d’euthanasie
2. Méthodes ACCEPTABLES SOUS CONDITIONS
   –> Respect de conditions pour causer la mort sans cruauté
   –> Risque d’erreur de la part de l’opérateur ou danger pour la sécurité
   –> Manque de documentation scientifiques
   –> Les méthodes acceptables avec conditions sont équivalents aux méthodes acceptables lorsque tous les critères d’application d’une méthode peuvent être respectés
3. Méthodes INACCEPTABLES
   –> Les techniques inacceptables sont les méthodes jugées inhumaines dans n’importe quelles conditions ou qui pourraient représenter un risque important pour la santé humaine

Question 281

Mécanismes fondamentaux d’euthanasie

Answer 281

1. Dépression directe des neurones nécessaires à la fonction vitale
   –> Surdose d’agent anesthésique
2. Hypoxie
   –> Exposition forte concentration gaz déplaçant ou bloquant l’utilisation O2 = CO2, N2, Ar, CO
   –> Exsanguination
3. Interruption physique de l’activité cérébrale
   –> Destruction cérébrale = balle, pistolet à tige perforante
   –> Dépolarisation neuronale par électrocution
4. Méthodes de paralysie musculaire ne sont PAS acceptables comme technique d’euthanasie chez les vertébrés
   –> Ex: curare, strychnine
   –> Détresse et conscience avant décès

Question 282

Que signifie «mort» ?

Answer 282

1. Séquence désirée
   –> Perte de conscience
   –> Arrêt cardio-respiratoire
   –> Mort cérébrale
2. Combinaisons critères pour s’assurer que le patient est décédé
   –> Arrêt respiratoire = apnée et absence de bruits bronchovésiculaires (BBVs) audibles à l’auscultation
   –> Arrêt cardiaque = absence de pouls, de bruits cardiaques audibles à l’auscultation
   –> Absence de réflexe cornéen
   –> Muqueuses grises
   –> Rigidité cadavérique = seul critère pathognomonique qui peut être considéré fiable si seul

Question 283

Confirmation décès

Answer 283

1. Suivi activité cardiaque
   –> Stéthoscope = opérateur dépendant
   –> ECG = activité électrique vs mécanique
   –> Doppler = pouls périphérique, nécessite perfusion
   –> Oxymètre de pouls = périphérique, nécessite perfusion
2. Suivi activité cérébrale
   –> EEG = mesure activité cérébrale, limité à la recherche ou cas très spécifique
3. Utiliser une combinaison de critères

Question 284

Disposition du corps: Critères à considérer

Answer 284

1. Exigences légales
   –> Réglementation ville
2. Impact environnemental
   –> Barbituriques
3. Santé publique
   –> Charognards
   –> Homme = zoonoses
4. Éthique/émotionnel
   –> Répondre attentes des propriétaires
   –> Éthique personnel soignant
5. Recommandations US FIsh and WIldlife Service pour prévention intoxication barbituriques
   –> Incinérer animaux dans la mesure du possible
   –> Enterrer immédiatement profondément selon réglementation locale
   –> Entreposer de façon sécuritaire les restes d’animaux si le sol est gelé jusqu’à ce que l’enfouissement en profondeur soit réalisé
   –> Essayer d’empêcher les charognards d’avoir accès aux restes d’animaux
   –> Étiqueter les sacs contenants des restes d’animaux de façon adéquate
6. Responsabilité du vétérinaire

Question 285

Euthanasie des animaux de compagnie: Considérations générales

Answer 285

1. Doit être un geste sans complication et exemplaire
2. Environnement
   –> Calme, familier si possible: à domicile ou pièce à part en clinique
3. Propriétaire
   –> Expliquer les différentes étapes
   –> Expliquer les «complications» possibles (ex: respirations agoniques, tremblements, urine sous lui, reste les yeux ouverts)
   –> Passer du temps avec son animal au besoin avant procédure
   –> Confirmer le décès
   –> Passer du temps avec son animal au besoin une fois décédé

Question 286

Euthanasie des animaux de compagnie: Méthodes acceptables

Answer 286

1. Surdose IV de barbiturique
   –> Pentobarbital
2. Surdose IV T-61
   –> Alternative au pentobarbital
   –> Mélange de embutramide, mebezonium iodide et tetracaine hydrochloride
   –> Mélange d’anesthésique, relaxant musculaire et anesthésique local
   –> Injection lente sinon paralysie musculaire avant perte de conscience
3. Méthode recommandée
   –> Pose cathéter IV
   –> Sédation/anesthésie avant injection létale
4. CHUV
   –> Pose de cathéter IV
   –> Salon euthanasie avec les propriétaires
   –> Propofol IV
   –> Pentobarbital IV
5. Chlorure de potassium IV
   –> Acceptable uniquement si patient inconscient ou sous AG = induire anesthésie générale avant injection KCl IV (1-2 mEq/kg IV)
   –> Utilisation sur patient vigile est une méthode inacceptable
   –> Méthode alternative aux barbituriques si non disponible

Question 287

Euthanasie des animaux de compagnie: Méthodes acceptables sous condition

Answer 287

1. Surdose barbiturique par voie non-intraveineuse
   –> Voie IV inaccessible
   –> Intra-péritonéal = pas chez les patients de grande taille, car volume trop important
   –> Intra-osseux, intra-rénal, intra-cardiaque ou intra-hépatique = sous sédation / anesthésie
2. Euthanasie par agents inhalés
   2.1 Agents anesthésiques = isoflurane, sevoflurane
   –> Animaux <7kg
   –> Peut être réversible, s’assurer convenablement du décès
   –> Peut être utilisé comme sédation avant surdose barbiturique
   2.2 Monoxyde de carbone, dioxyde de carbone
   –> Risque pour le personnel
   –> Doit être utilisé dans de rares circonstances
3. Méthodes physiques d’euthanasie
   3.1 Arme à feu
   –> Acceptable dans des conditions très strictes
   –> Réalisé par des personnes compétentes et/ou autorisé par la loi
   –> Non recommandé si toute autre technique est possible
   –> Site anatomique recommandé
   –> Sédation si possible avant (surtout chez le chat!)

Question 288

Euthanasie des animaux de compagnie: Méthodes inacceptables

Answer 288

1. Injection IM, SC ou intra-pulmonaire d’agent anesthésique
   –> Douleur
   –> Efficacité non prouvée
2. Hypothermie
3. Noyade
4. Utilisation de pesticides ou d’agents désinfectants, nettoyant ou chimique autre

Question 289

Euthanasie des bovins et petits ruminants: Méthodes acceptables

Answer 289

1. Surdose IV de barbiturique
   –> Seule méthode acceptable
   –> Transition rapide et calme de conscience et inconscience avant décès
   –> Sécuritaire:
   ——> pose de cathéter jugulaire,
   ——> patient coucher avec tête maintenu sur le flanc ou debout dans aire dégagée,
   ——> sédation préalable si animal vraiment dangereux (xylazine IV ou IM)
2. Inconvénients
   –> Coût
   –> Utilisation dans la chaîne alimentaire impossible
3. CHUV
   –> Pose cathéter jugulaire
   –> Patient couché tête tournée sur le flanc ou debout dans une aire dégagée
   –> Pentobarbital IV

Question 290

Euthanasie des bovins et petits ruminants: Méthodes acceptables sous condition

Answer 290

1. Méthodes physiques
   1.1 Arme à feu
   1.2 Pistolet à tige perforante
   –> Échec dans 0,16 à 1,2 %
   –> Méthode complémentaire recommandée = exsanguination, KCl, MgSO4 IV
   1.3 Doit être réalisé par personnes compétentes
   –> Contention adéquate
   –> Connaissance geste technique
   –> Sécurité lorsque animal tombe

Question 291

Euthanasie des bovins et petits ruminants: Méthodes inacceptables

Answer 291

1. Traumatisme contondant appliqué manuellement à la tête
   –> Efficacité non prouvée
2. Injections de produits chimiques chez des animaux conscients
   –> Ex: désinfectants, électrolytes, agents pharmacologiques non anesthésiques
3. Injection alpha2-agoniste suivi de KCl ou MgSO4
4. Noyade
5. Embolies aériennes
6. Exsanguination chez des animaux conscients

Question 292

Euthanasie des équidés: Considérations générales

Answer 292

1. Sécurité du personnel
   –> Imprévisibilité des équidés qui tombent
   –> Activité musculaire exagérée après la chute, même si ne ressent aucune douleur ou détresse
2. Disposition du corps si euthanasie aux barbituriques
   –> Résidus barbituriques toxiques
   –> Élimination rapide pour éviter exposition faune sauvage ou domestique
   –> Équarrissage commercial, enfouissement à la ferme, incinération

Question 293

Euthanasie des équidés: Méthodes acceptables

Answer 293

1. Surdose IV de barbiturique
   –> Seule méthode acceptable
   –> Cathéter jugulaire car volume important à administrer
   –> Sédation au préalable ?
   ——> Acepromazine, alpha2-agoniste
   ——> Avantages = facilite pose cathéter cheval excité
   ——> Inconvénients = retarder perte consciente (modification cardio-vasculaire) et engendrer activité musculaire
2. CHUV
   –> Sédation (xylazine)
   –> Pose de cathéter IV
   –> Induction (kétamine + diazepam)
   –> Barbiturique IV

Question 294

Euthanasie des équidés: Méthodes acceptables sous condition

Answer 294

1. Méthodes physiques
   –> Arme à feu
   –> Pistolet à tige perforante
   –> Doit être réalisé par personnes compétentes

Question 295

Euthanasie des équidés: Cas spéciaux

Answer 295

1. Euthanasie d’urgence des équidés blessés sur hippodrome/centre équestre
   –> Contention et accès IV difficile et dangereux
   –> Administration bloquant neuro-musculaire peut être administré IM ou IV (ex: succinylcholine)
   –> Équidé doit être euthanasié avec une méthode acceptable par la suite
   –> Seule l’administration de bloquant NM n’est pas une méthode acceptable d’euthanasie

Question 296

Euthanasie animaux de laboratoire (rongeurs): Considérations générales

Answer 296

1. 9 millions rongeurs utilisés annuellement recherche biomédicale Canada et Europe
2. Aucune méthode idéale, notamment lorsque beaucoup d’animaux doivent être euthanasiés
3. Méthode euthanasie peut causer artéfact histologique et/ou métabolique
   –> Isoflurane = hyperglycémie
   –> Barbiturique IP = artéfacts tissus intestinaux, altération hormones reproductives
   –> CO2 = hyperkaliémie
4. Intervalle entre euthanasie et récupération des échantillons influence choix de méthode

Question 297

Euthanasie animaux de laboratoire (rongeurs): Méthodes acceptables

Answer 297

1. Surdose de barbiturique
   –> IV si possible, mais non réalisé la plupart du temps
   –> IP = voie la plus utilisée
   ——> Douleur peut être associée, mais degré de douleur reste à définir
   ——> Injection ratée dans 6-20%
   ——> Mort peut être lente
2. Surdose de combinaison d’agents dissociatifs (ex: kétamine)
   –> Chez certaines espèces = kétamine seule peut entraîner une activité stimulante avant sédation et perte de conscience
   –> Rongeurs conscients = associer kétamine avec alpha2-agoniste et benzodiazépines

Question 298

Euthanasie animaux de laboratoire (rongeurs): Méthodes acceptables sous condition

Answer 298

1. Agents inhalés
   –> Permet d’euthanasier plusieurs animaux en même temps
   –> Méthode acceptable si contention physique impossible
   ——> Sous condition, car aversion
   –> Gaz anesthésiques
   ——> Isoflurane, sevofluranee, desflurane
   ——> N2O = ne doit jamais être utilisé seul
   –> Surdose CO2
   ——> Simple et pratique
   ——> Peu coûteux
   ——> Relativement sécuritaire pour le personnel
2. Injection IP d’éthanol 70% chez les souris
   –> 0,5ml IP d’éthanol 70%
   –> Perte contrôle musculaire, coma et décès en 2 à 4 mins
   –> Acceptables si autres méthodes impossibles
   –> Inacceptable chez espèces plus grandes que souris (ex: rat = large volume et mort lente)
3. Méthodes physiques
   3.1 Dislocation cervicale
   –> Avantages = pas de contamination chimique des tissus, pas de transport ou matériel nécessaire
   –> Acceptable chez souris ou rat < 200g
   –> Perte de fonction corticale rapide 5-10s
   –> Personnel doit s’entraîner sur animaux anesthésiés/morts
   ——> Étude 2012 = euthanasie ratée 17/81 souris (21%)
   3.2 Décapitation
   –> Avantages = pas de contamination chimique des tissus
   –> Acceptable sous condition souris et rat
   –> Perte de fonction corticale rapide = 5-30s
   3.3 Irradiation par micro-ondes à faisceau focalisé
   –> Méthode préférée lorsque métabolites du cerveau sont requis immédiatement pour recherche

Question 299

Euthanasie poissons: Considérations spécifiques

Answer 299

1. Particularités anatomiques, physiologiques et d’environnement
   –> Adapter à chaque espèce au besoin
2. Préparation environnement
   –> À jeûn de nourriture 12-24h = limiter régurgitations, défécation et production déchets azotés
   –> Environnement calme et non stimulant
   ——> Intensité lumineuse réduite au minimum
   ——> Qualité de l’eau similaire à environnement habituel
3. Confirmation mort
   –> Absence de mouvement, absence réponse stimuli, flaccidité
   –> Absence de respiration > 10 mins, perte du roulement des yeux
   –> Battement cardiaque pas bon indicateur = continue battre après mort cérébral ou après retrait du corps
4. Nombreuses méthodes décrites

Question 300

Euthanasie poissons de compagnie: Méthodes acceptables

Answer 300

1. Immersion dans solution de MS 222, benzocaine, isoflurane, sevoflurane
2. Injections anesthésiques
   –> Pentobarbital
   –> Kétamine suivi de pentobarbital
   –> Kétamine et medetomidine suivi de pentobarbital
   –> Propofol suivi de pentobarbital

Question 301

Euthanasie reptile/amphibiens: Considérations spécifiques

Answer 301

1. Particularités anatomiques, physiologique et d’environnement
   –> Adapter à chaque espèce au besoin
   –> Métabolisme différent, résistant hypoxie
   –> Accès veineux peut être difficile
2. Confirmation mort
   –> Battement cardiaque pas bon indicateur = continue battre après mort cérébrale
3. Nombreuses méthodes décritees dépendamment espèce
   –> Injection barbiturique = IV, intraceolomique, espaces lymphatiques SC, sacs lymphatiques
   –> MS 222 = dans eau, injection sacs lymphatiques (amphibiens) ou cavité coelomique (reptiles et amphibiens)
   –> Gaz anesthésiques = plupart des espèces capables métabolisme anaérobique pendant longtemps

Question 302

Mon geste est-il moral?

Answer 302

1. Plusieurs critères de décision
   –> Intégrité = suis-je confortable avec ma décision?
   –> Processus = transparence? motivation? professionnel?
   –> Conséquences = meilleure issue pour patient? intérêt patient et client protégée? meilleure balance bénéfice/risque?
   –> Conscience = suis-je satisfait du processus? ai-je fait le meilleur pour le client?
   –> Approbation du public = défendable moralement/scientifiquement? légal? honte de mon acte?
2. Geste médical que vétérinaire a le droit de refuser de pratiquer

Question 303

Conséquences psychologiques

Answer 303

1. Rôles du vétérinaire
   –> Avis vétérinaire = être le plus sincère possible, empathique
   –> Consentement éclairé
   ——> Euthanasie proposée uniquement après avoir proposé autres options thérapeutiques
   ——> Opinion divergentes entre propriétaire et vétérinaire = choix final au propriétaire
   ——> Formulaire d’euthanasie
   –> Geste doit être exemplaire, car dernier moment entre animal et propriétaireee
   –> Laisser temps sur la réflexion pour la prise en charge du corps
2. Aborder le sujet
   –> Aborder le sujet tôt et progressivement en cas de maladie incurable
   –> Lien de confiance avec le vétérinaire, car attachement important avec animal de compagnie
   –> Traitement palliatif si propriétaire est prêt, expliquer les signes de douleur
   –> Décision familiale, laisser le temps
3. Soutien psychologique propriétaire
   –> Perte animal de compagnie = impact physique, psychologique et relationnel
   –> Déculpabiliser le propriétaire dans sa décision
   –> Toute l’équipe vétérinaire est le premier soutien psychologique aux propriétaires
   –> Conseiller de consulter un psychologue/soutien si mal-être psychologique chez le propriétaire
   –> Cartes de condoléance
   –> Raisons insatisfactions euthanasie
   ——> Impossibilité assister à l’acte
   ——> Accueil froid sans compassion
   ——> Procédure trop rapide ou inadéquate
4. Conséquences sur équipe vétérinaire
   –> Être à l’aise avec la décision
   –> Être empathique mais ne pas prendre personnel les émotions des propriétaires
   –> Problème euthanasie de convenance
   ——> Dilemme éthique entre bien être animal et relation propriétaire-vétérinaire

Question 304

Soutien psychologique propriétaire: Comprendre les étapes du deuil

Answer 304

1. Phase 1 = Le déni
   –> Déni du patient malade, maladie incurable
   –> Refuse de parlere d’euthanasie
2. Phase 2 = La colère
   –> Vétérinaire souvent victime de cette colère
   –> Ne devrait pas être tolérée, mais permet de comprendre réaction de propriétaires
3. Phase 3: La dépression
   –> Sentiment de culpabilité par les propriétaires
4. Phase 4: La restructuration
   –> Se souviennent des bons souvenirs malgré leur peine